TER VERKRIJGING VAN DEN GRAAD VAN DOC-
TOR IN DE WIS- EN NATUURKUNDE AAN DE
RIJKS- UNIVERSITEIT TE UTRECHT, OP GEZAG
VAN DEN RECTOR-MAGNIFICUS DR. L. S. ORN-
STEIN, HOOGLEERAAR IN DE FACULTEIT DER
WIS- EN NATUURKUNDE VOLGENS BESLUIT VAN
DEN SENAAT DER UNIVERSITEIT TE VERDEDIGEN
TEGEN DE BEDENKINGEN VAN DE FACULTEIT
DER WIS- EN NATUURKUNDE OP MAANDAG
20 JUNI 1932 DES NAMIDDAGS TE 4 UUR DOOR

Het voltooien van dit proefschrift, biedt mij een welkome gelegen-
heid U, Hoogleeraren der Philosophische Faculteit, te danken voor al,
wat Gij tot mijn vorming hebt bijgedragen.

In het bijzonder U, Hooggeleerde We ster dijk, Hooggeachte Pro-
motor, dank ik voor de groote welwillendheid, waarmede ü mij steeds
tegemoet getreden zijt, voor de leiding, steun en voorlichting, welke ik
steeds van ü mocht ontvangen, als voor Uw hartelijken omgang.

U, Hooggeleerde Went, ben ik zeer erkentelijk voor het vele, dat
ik van U heb mogen leeren. Het was Uw invloed, die op de richting
van mijn phytopathologische onderzoekingen van groote beteekenis is
geweest.

Niet minder dank ik U voor het Avelwillend afstaan van benoodig-
heden voor mijn proefnemingen.

Hooggeleerde Pulle, aan Uw excursies, welke zoozeer hebben bij-
gedragen tot mijn kennis der Nederlandsche Flora denk ik steeds met
groot genoegen terug.

Hooggeleerde Jordan, met dankbaarheid zal ik mij steeds den tijd
herinneren, dat ik in Uw laboratorium mocht werken.

Hooggeleerde Nierstrasz, Uw behandeling der vergelijkende Ana-
tomie heeft diepen indruk op mij gemaakt.

Aan U, Zeergeleerde Hissink, Directeur van het Bodemkundig
Proefstation te Groningen ben ik zeer veel dank verschuldigd voor de
vele analyses, welke ten mijnen gunste op Uw laboratorium verricht werden.

U, Zeergeachte van Lu ijk, betuig ik mijn welgemeenden dank
voor Uw groote bereidwilligheid tot steun bij en Uw belangstelling in
mijn werk, evenals voor het vele dat ik de laatste jaren op onze ex-
cursies van U heb geleerd.

Waarde du Buy, zeer verplicht ben ik U voor Uw hulp, waarop ik
steeds kon rekenen. Zoowel bij de bespreking van mijn werk als bij de
vertaling van dit proefschrift hebt Ge mij groote vriendendiensten bewezen.

Niet minder dank ik U, waarde Annie Helsloot, voor het vele
tijdroovende werk, wat Gij voor mij verrichtte.

U, Zeergeleerde Nuernbergk, betuig ik mijn dank voor de hulp,
bij liet corrigeeren der vertaling van mijn proefschrift, van U ondervonden.

U, Waarde de Bouter, dank ik zeer voor de teekeningen welke
U voor mij vervaardigde.

Aan de Heeren van Luijk, van Dijk. Dr. Brouwer en Ir van
der Kroft, welke mij op de verschillende excursies behulpzaam waren
mijn welgemeenden dank.nbsp;'

Een woord van veel dank tot U, Waarde Kiljan en Veenendaal
voor Uw hulpvaardigheid.nbsp;'

Het Bestuur van de Stichting „WiHie Commelin Scholtenquot; ben ik
zeer erkentelijk voor de gastvrijheid in haar laboratorium genoten

Aan het Curatorium van het „Heere Godfrieds en St. Jans Leen«
betuig ik mijn dank voor de medewerking van hun ondervonden

Tenslotte een woord van dank aan Allen die ik niet afzonderliik
heb kunnen noemen en mij met raad en daad terzijde hebben gestaan

Mitteilung aus dem Phytopathologischen Laboratorium
„Willie Commelin Schöltenquot;, Baarn.
Direktorin: Prof. Dr. Joh« Westerdijk.

Inhalt: Teil I: Morphologie: A. Einführung. B. Nomenklatiir. C. Historisches über die
Rhizomorphen. D. Beschreibung der Terschiedenen isolierten Myzel- und Kliizomorphen-
fonnen, sowie der Isolationsraethode. 1. Isolationsmethode. 2. Beschreibung der ver-
schiedenen isolierten Myzel- und Rhizoniorphenformen in Abhängigkeit von verschiedenen
Nährböden. 3. Beschreibung der in den Kulturen entstehenden Frnktifikationen. —Teil II:
Physiologie: 1. Literaturbesprechung. 2. Material und Methodik: Fehlerbestimmung.
3. Das Wachstum von Armillaria mellea in Reinkulturen unter verschiedenen Außen-
bedingungen. A. Einfluß der Temperatur. B. Einfluß verschiedener N-Quellen bei variierten
H-Ionen-Konzentrationen. a) Literaturübersicht, b) Versuche. C. Einfluß verschiedener
Konzentrationen der Stickstoffquelle Ammonium sulfat. D. Einfluß verschiedener Kohlen-
stoffquellen bei verschiedenen H-Ionen-Konzentrationen. E. Einfluß verschiedener Konzen-
trationen einiger Kohlenstoffqnellen. F. Einfluß verschiedener Konzentrationen der Phos-
phatquelle. G. Einfluß der H-Ionen-Konzentrationen auf den Habitus des Myzels. 4. Unter-
suchungen über die toxische Wirkung einiger Stoffe in verschiedenen Konzentrationen auf
das Myzel von Armillaria mellea und anderen Pilzen. A. Versuche mit Armillaria mellea
(Stamm Reitsma). 1. Ammoniumsulfat als N-Quelle. 2. Pepton als N-Quelle. B. Versuche
mit anderen .InjjiZZaria-Stämmen. C. Der Einfluß von verschiedenen Konzentrationen
einiger Phenolderivate auf das Wachstum von vier .4r»iinaj-ia-Stiinimen. D. Versuche
mit Pythium mammillaium und Verticillium Dahliae. 5. Infektionsversuche. A. Allge-
meines. Literaturübersicht. B. Versuche. 6. Bekämpfung. A. Literaturübersieht. B. Ver-
suche. 7. Bodenuntersuchungen. A. Allgemeines. B. Analysemethoden. C. Ergebnisse der
Bodenuntersuchungen. 8. Über das Leuchten von Myzel und Rhizomorphen bei Armillaria
mellea. A. Allgemeines. B. Versuche. 9. Anaerobiose. A. Allgemeines. B. Versuche.
L Kulturversuche in einer Stickstoff-Atmosphäre. II. Der Sauerstofftransport in den Rhizo-
morphen. 10. Parasitismus oder Saprophytismus von Armillaria mellea. A, Faktoren, die
das Auftreten von Armillaria mellea begünstigen. I. Klimatologische Verhältnisse.
II. Bodenverhältnisse. III. Biologische Verhältnisse. IV. Biologisehe Rassen von Armillaria
mellea. V. Definitionen. Zusammenfassung. Literatur.

Die nachfolgende Studie über Armillaria mellea (Vahl) Quél. findet
in folgenden Überlegungen ihre Begründung: Armillaria mellea ist über
die ganze Welt verbreitet und die von ihm verursachten Schäden an Nutz-

sind tatsächlich speziell in phytopathologischer Hinsicht noch manche
wichtigen Probleme ungelöst.nbsp;JUcincne

In seiner Eigenschaft als Baumschmarotzer läßt sich nämlich mit
Armillana nur schwierig experimentieren. Armillaria unterscheidet sich
als Wurzelpilz von den meisten anderen Baumpilzen. Außerdem besitzt
er Rhizomorphen, welche die Baumwurzeln angreifen können indem sie
zwischen Kambium und Holz eindringen und zum Austrocknen der Bäume
fuhren. Dabei kann der Pilz saprophytisch auf totem Holz leben Dazu
kommt, daß die Krankheiten sich meistens sehr langsam entwickeln wenn
ein holziges Gewächs die Wirtspflanze ist. Auch sind viele Baumparasiten
schwer zu züchten und wenn die Kultur überhaupt gelinet, wachsen die
Pilze meistens langsam. Alle diese Tatsachen machen eine Untersuchung
und Bekämpfung unseres Pilzes sehr schwierig.nbsp;quot;

Nachdem ich mir über die Nomenklatur des Pilzes klar geworden
war, waren vor allem die folgenden Fragen zu lösen. Zunächst mußte
festgestellt werden, mit welchen Isolationsmethoden gute Erfolge erzielt
werden und welche Nährböden die günstigsten Bedingungen für das Pilz-
vvachstum bieten; dabei waren die verschiedenen Pilzformen, welche in
Abhängigkeit von den äußeren Umständen (z. B. Temperatur und pH-Werte)
auttreten, zu berücksichtigen. Man konnte erwarten, daß besonders die
Stickstoff- und Kohlenstoffquellen einen großen Einfluß auf das Wachstum
des Pilzes ausüben.

In bezug auf die Wahl einer Bekämpfungsmethode war zu unter-
suchen, wie sich der Pilz toxischen Stotf-en gegenüber verhält wie und
auf welchen Böden er in der Natur vorkommt und in welcher Weise er
einen Baum befallen kann. Die letzte Frage kann nur der Infektions-
versuch entscheiden.

Als Fragen von mehr allgemeinem Interesse bleiben dann noch die
Art und Weise des Sauerstofftransports und das Leuchtphänomen. Macht
es doch die Tatsache, daß der Pilz im Inneren der Bäume wachsen kann
wahrscheinlich, daß die Sauerstoffversorgung auf irgendeine Weise orga-
nisiert sein muß. Die beiden letzten Fragen sind auch für einen Einblick
in das physiologische Verhalten des Pilzes von Bedeutung.

Fries ordnete die hier untersuchte Speeles Agaricus melleus Fl. Dan ex Fr unter
einem Subgenus (Trlbus) mit dem Namen Armillaria, ein. Dieses Subgenus wurde 1872
von Quelet zum Genus erhoben. P. A. Karsten (1879) entfernte die Spezies Armillaria
meUca aus dem Genus Armillaria und fügte sie mit einzelnen Spezies Pleurotus im Sinne
Fries unter dem Namen Armillariella zusammen. (S. P a t o u i 11 a r d 1900.) M a u b 1 a n c

(1926) ist der Ansicht, daß diese kleine Gruppe noch nicht homogen ist und reserviert den
von Karsten eingeführten Namen Armillariella allein für die Spezies „melleaquot;.

Obwohl also der Name Armillariella auch Eingang gefunden hat, möchte ich doch
aus praktischen Überlegungen heraus den in der Phytopathologie so sehr eingebürgerten
Namen Ärmillaria beibehalten. Auch von Clements and Shear (1931) Avird der Pilz
als Ärmillaria mellea bezeichnet und geradezu als Typus der Gattung Ärmillaria betrachtet.

Petch (1907) beschreibt eine neue Armillaria-Spezies: Ärmillaria fuscipes, die in
einigen Merkmalen von Ärmillaria mellea verschieden ist. Ich konnte auch in physiolo-
gischer Beziehung Differenzen konstatieren (S. 487, 490 und 491).

Die Verletzungen der Bäume durch Ehizomorphen gehören zu den palaeobotanisch
„altenquot; Krankheiten. So gibt Hart ig (1894) an, daß Myzelstränge in fossilem Holz von
Ciipressinoxylon gefunden worden sind. Ferner hat Conwentz Abbildungen von terti-
ärem Holz von Karlsdorf mit Myzelsträngen gegeben. Auch andere Untersucher, z. B.
Seward (1898, S. 111) erwähnen diese Krankheit. Linnaeus hat die Myzelstränge
beschrieben als Liehen radiciformin. Roth (1797) brachte das Myzel bei dem Genus
Rhizomorpha unter und beschrieb es als Ehizomorpha fragilis. Die Rhizomorpha fragilis
ist dann von Persoon (1801) in zwei Arten untergeteilt worden: Ehizomorpha siib-
terranea und Rhizomorpha siibeoriicalis. Auch Schmitz (1843), der die Rhizoniorphen
eingehend untersucht hat, bezeichnet beide als Formen von Ehizomorpha fragilis Roth.

Die Frage nach der zu den Rhizoniorphen gehörigen Pilzspezies aber blieb sehr
lange ungelöst. (Siehe dazu die Literaturübersiclit von de Bary (1866) und die dies-
bezügliche Zusammenfassung von M e a d - W i 1 c 0 x [1901]). H a r t i g ist der Erste, der
den Zusammenhang zwischen Ehizomorpha fragilis und Ärmillaria mellea erwähnt.

1). Beschreibung der verschiedenen isolierten Myzel- und
llhizoniorphcnforincn, sowie der Isolntionsinethode.

Hartig hat 1874 versucht, die Sporen von Ärviillai-ia mellea in Wasser zur Ent-
wicklung zu bringen. Er kam zum Schluß, daß die Sporen nur unmittelbar nach der
Loslösung vom Hutrande keimfähig sind. Dann hat Brefeld (1877) experimentell bewiesen,
daß der von Hart ig behauptete Zus.immenhang zwischen Ehizomorjgt;ha fragilis und
Ärmillaria mellea wirklich besteht. Sein Ausgangsmaterial war eine Reinkultur von
Ärmillaria mellea, deren Sporen sich auf Pflaumendekokt entwickelten. So konnte er das
Entstehen von Rhizoinoriihen genau verfolgen. Er gebrauchte dabei die von ihm 1875
beschriebene, allgemein für Pilze zutreffende Kulturniethode, bekam aber keine Fruchtkörper.
Molisch (1904) erhielt Fruchtkörper auf sterilem Brot. Kniep (1911, 1928) hat die
Einsporkultur auch bei Ärmillaria mellea eingeführt: nach Verlauf von 2—4 Wochen traten
Luftmyzelien auf, welche Basidien mit Basidiosporen bildeten, ohne jedoch zur Fruchtkörper-
bildung überzugehen. Damit war bewiesen, daß das Entstehen von Basidien jedenfalls
bei Ärmillaria mellea nicht an die Fruchtkörperbildung gebunden ist.

In der Literatur findet man im allgemeinen zwei Methoden angegeben, um Rein-
kulturen von Hutpilzen herzustellen: die Gewebemethode und die Sporenmethode. Beide
Methoden wurden von Brefeld in die Praxis eingeführt.

Man macht in einen jungen Fruchtkörper einen Einschnitt mit einem sterilen Messer.
An der angeschnittenen Stelle können sich im feuchten Milieu Hyphen entwickeln, die
schließlich ein Myzel bilden, das auf einen Nährboden übergeimpft wird. Auch kann man

die Fruchtkörper äußerlich mit einer schwachen Formalinlösung sterilisieren, aus ihrem
Inneren mit einem sterilen Messer ein Gewebestück herausschneiden und in eine Nährlösung
überführen (Duggar 1905).

Die Sporenmethode wird am meisten benutzt und in sehr verschiedener Art i;nd
Weise zur Anwendung gebracht.

Brefeld (1875) fing die aus reifen Fruchtkörpern fallenden Sporen auf einem
Deckglas auf, verteilte sie in Wasser iind brachte sie mit einer Öse auf ein Deckgläschen.

Münch (1909) bringt die von der Oberhaut und Rändern befreiten frischen Hüte mit
nach unten gekehrten Lamellen einige Augenblicke über einen mit Nährböden gefüllten Kolben.
Auch beim Gebrauch dieser Methode traten öfters Verunreinigungen auf (Cool [1912]).

Für die Gewinnung von Einzelsporen wird von K n i e p (1911) angegeben, daß man
die Sporen eines reifen Hutes auf eine Gelatinplatte oder auf sterilem Papier auffängt
und dann auf Platten Impfstriche macht. Obwohl es möglich ist, mit der Kniepsehen
Methode Einsporenkulturen zu bekommen, ist nicht leicht festzustellen, ob man wirklich
von einer einzigen Spore ausgegangen ist.

Die Gebrauchsmöglichkeit der beiden Methoden wird verschieden beurteilt. (Bre-
feld, 1875, C a t h. C 0 01,1912, Z e 11 e r , 1916, D u g g ar , 1905, Wo 1 p e r t, 1924).

In unserem Falle kam für die Herstellung von Armillaria mellca-
Reinkulturen nur die Sporenmethode in Betracht. Im Wesentlichen wurde
die Methode von Cool (1912) befolgt: Man legt auf eine Petrischale ein
Stückchen Karton und bedeckt es mit Watte. Nachdem in der Mitte der
Pappe und der AVatte ein Loch angebracht ist, durch das die Sporen auf
einen unter der Öffnung liegenden Objektträger fallen können, wird die
Schale geschlossen und '2 Stunden lang bei 160quot; C. sterilisiert.

Als ]\laterial gebraucht man am besten große Fruchtkörper. Wenn
das Velum im Begriff ist, sich vom Hut loszulösen, fängt die Entleerung
der Sporen an. (A. H. Reginald Buller, 1924.) Mit einem sterilen Messer
wird nun die Epidermis des Hutes fortgenommen und das Velum vollends
weggeschnitten. Der so behandelte Hut wird in die Petrischale gebracht,
wobei der Rand des Hutes auf der Watte liegt. Die Sporen fallen nnn
durch die Öffnung auf den Objektträger. Alsdann wird der Hut fort-
genommen und an Hand von makroskopischen Querschnitten untersucht,
ob das Fruchtkörpergewebe nicht von Würmern angegriffen worden war.
War das der Fall, so werden die vielleicht infizierten Sporen nicht be-
nutzt. Andernfalls werden die Sporen in Reagenzgläser mit 2 ccm sterilem
Wasser und 5 Tropfen Kirschextrakt gebracht. Nach zwei Tagen sind
die Sporen gekeimt und können mit dem Inhalt eines Reagenzglases auf
verschiedene Nährböden verteilt werden. Die nach dieser Methode ge-
wonnenen Kulturen zeigen nur sehr selten eine Verunreinigung.

2. Beschreibung der verschiedenen isolierten Myzel- und Rhizomorphenformen
in Abhängigkeit von verschiedenen Nährböden.

Bezüglich der Bildung von Myzel und Rhizomorphen aus Sporen kann
ich mich sehr kurz fassen, weil diese Frage ausführlich von Brefeld
behandelt worden ist. Hier mögen nur wenige Bemerkungen folgen:

Ein oder mehrere in Kirschdekokt gekeimte Sporen werden in einen
hängenden Tropfen (Wasser Kirschdekokt) gebracht, der sich in einer
feuchten Kammer nach van Luyk (1927) befindet. Diese Sporen bilden
ein Myzel, das nach sieben bis acht Tagen kleine, durch Myzelverdichtung
entstandene gelbe Flecken aufweist. Wird dieses Myzel auf Agar-Nährboden
übergeimpft, so wachsen die gelben Flecken zu Khizomorplien aus, die in
den Nährboden eindringen und sich verzweigen.

Die Farbe der untergetauchten Rhizomorphen ist weiß. Kommen die
Rhizomorphen jedoch mit der Luft in Berührung, so werden sie braun.
Bevor sie aber ihre Farbe ändern, treten an der Grenze „Nährboden-Luftquot;

Hyphen auf, die schleimig werden. Der Schleim wird später fest, und zum
Schluß liegen die Rhizomorphen in einer krustigen Masse eingebettet. In
diesem Zustand sind sie sehr widerstandsfähig gegen Austrocknen. Bringt
man kleine Stücke der krustigen Masse auf frischen Nährböden, so bilden
sich von neuem Myzel und Rhizomorphen. Letztere krümmen sich öfters
nach aufwärts um und ragen dann aus dem Substrat hervor. Meistens
sind die Spitzen der Rhizomorphen abgeflacht. Manchmal aber sieht man
(besonders auf Kirschagarböden), daß aus den flachen, im Nährboden
wachsenden Rhizomorphen neue Rhizomorphen entstehen. Diese wachsen
aus dem Substrat gerade empor und runden sicli ab (siehe Abb. 1).

Brefeld (1877) nennt diese flache Form auch llhisomorpha suhcorticalis,
die runde Form Wiüomori^ha subiernmea. Die letztere ist nur eine sekun-
däre Bildung der ersten Form.

Die Bildung von Myzel und Rhizomorphen auf verschiedenen Agar-Nährböden ist
sehr unterschiedlich. Als geeignetstes Substrat darf man Brot ansehen (Molisch, 1904,
Kniep, 1911, Bothe, 1928, Falck, 1930, u.a.), weil es nach Bothe eine gute Nähr-
stoffquelle darstellt, aber auch zugleich porös ist, so daß die Rhizomorphen, welche ins
Substrat eindringen, stets genügend Sauerstoff zur Verfügung haben. Da Gelatin- und
Agarböden viel weniger porös sind, kann der Sauerstoffmangel hemmend auf das Wachs-
tum einwirken (siehe S. 510).

Es Stellte sich heraus, daß als gute Agar-Nährböden, auf denen zu-
gleich Rhizoniorphen und reichlich Luftmyzel gebildet werden, zu betrachten
sind: Pepton-Glukose-Saccharose-Agar, Bierwürze-Salep-Agar, Bierwürze-
Agar, X-Agar, Sabouraud-Agar.

Auf Kirschagar bildeten sich reichlich Ehizomorphen, aber wenig
Myzel. Auf Maismehl-, Hafermalz- und Erdnuß- {Arachis hypogaea)-XgdiY
unterblieb die Rhizomorphenbildung ganz oder war nur sehr gering; da-
gegen formte sich hierauf ein gutes Myzel. Auf reinem Agarboden bildete
sich nur eine äußerst dünne Myzelschicht.

Die braune Verfärbung von Myzel und Ehizomorphen, welche in
Berührung mit Sauerstoff kommen, wird einem Chromogen zugeschrieben,
das bei Zutritt von Sauerstoff eine braune Farbe annimmt. Dieses
Chromogen tritt auch aus den Hyphen aus, denn auf Agarböden sieht man,
wie sich der Agar rings um das Myzel braun färbt. Es kann auch vor-
kommen, daß ein Stückchen des Myzels, wenn man es auf einen Nähr-
boden gebracht hat, nicht wächst, sondern den ganzen Nährboden braun färbt.

In älteren Kulturen von Ärmillaria mellea werden oft braune Tropfen
einer unbekannten Flüssigkeit ausgeschieden (Molisch, 1904, Bothe,
1928). Derartige Ausscheidungen habe ich bei allen älteren Kulturen
feststellen können (Agarböden, flüssigen Nährböden und Zweigkulturen).

3. Beschreibung der in den Kulturen entstehenden Fruktifikationen.
a) Feste Nährböden.

In Petrischalen bildeten sich Fruchtkörper auf: L Pepton-Glukose-
Saccharose-Agar, II. Bierwürze-Salep-Agar, III. X-Agar- (siehe S. 466). Auf
I und II wurden Fruchtkörper mit einem Stiel von 2 bis 3 cm Länge
gebildet. Der Durchmesser der Hüte betrug etwa 1 cm. Die auf III ent-
standenen Fruchtkörper waren nur klein (IV2 cm lang).

Dazu Wasser bis zu 1 1 Gesamtvolumen

2. Bierwürze-Agar.

Bierwürze-Extrakt...... 250 g

Wasser......... 750 ccm

Agar...........20 g

Es stellte sich heraus, daß sich die Fruchtkörper besonders gut auf
Fließpapier entwickelten, das sich in einer peptonhaltigen Nährflüssigkeit
befand. Diese Nährlösung hatte folgende Zusammensetzung: Pepton 10 g,
Glukose 30 g, Saccharose 20 g, KH^PO, 1 g, MgSO, 0,15 g, Ca(N03)2 0,25 g,
dest. Wasser 1 Liter. Verwendet wurden Erlenmeyerkolben von 300 ccm
Inhalt; hierein kamen 50 ccm Nährlösung und eine Scheibe Filtrierpapier.
Nach drei bis vier Monaten erschienen die Fruchtkörper. Der Stiel war
(wie auch auf Agarsubstrat) meistens sehr dünn und knickte um, so daß
die anormal großen Lamellen des Hutes nach oben gekehrt waren.

Cath. Cool (1912) sagt hierzu: „. . . für eine normale Entwicklung der Frucht-
körper mußte ich die Kulturen direkt an die Sonne stellen.quot; (Vgl. auch S.R.B ose (1930).
Nach Kniep (1911) spielen auch Luftfeuchtigkeit und Temperatur bei der Fruchtkörper-
l)ildung eine große Rolle. Erniedrigung der Temperatur wirkt fördernd auf die Frucht-
körperbildung ein.

Meine Kulturen standen bei einer Temperatur von 18 bis 22 quot;C m
diffusem Tageslicht. Meistens bildeten sich trotz der nach den eben er-
wähnten Autoren als ungünstig zu bezeichnenden äußeren Umstände nach
drei bis vier Monaten Hüte, die sehr abnorm geformt waren. Einer gab
aber doch Sporen ab, die keimten und ein Myzel mit Rhizomorphen bildeten.

Diese Kulturen wurden folgendermaßen hergestellt: In je ein lOO-ccm-Erlenmeyer-
kölbchen wurde ein Stückchen Ulmenholz von 2 cm Länge und außerdem 25 ccm Wasser
gebracht. Bei Verwendung von 300-ccm-Erlenmeyerkolbeu wurden diese mit 2 cm langen
Zweigstückchen halb gefüllt und 100 ccm Wasser zugefügt. Dann wurde zwei Stunden bei
einer Atmosphäre Überdruck sterilisiert. Nach dieser Vorbehandlung wurde in jeden Kolben
ein Stück Myzel übergeimpft. Alle Kulturen wurden die ersten Monate bei 20 « C gehalten.
In den folgenden Monaten standen sie bei Zimmertemperatur, die stark schwankte und im
September dann und wann nur 10 » C betrug. Im September, als auch Fruchtkörper von
Armillaria im Freien gefunden wurden, entst.anden in meinen Kulturen sehr viele Frucht-
körper.

Der Fruchtkörper von Abb. 2 hat einen langen dünnen Stiel und der
Hut ist klein. Vielleicht ist das dem Umstände zuzuschreiben, daß die
Nährstoffmenge aus dem einen Ulmenzweigstückchen für die Bildung eines
kräftigen Fruchtkörpers zu gering ist. Ist aber der Nährstoffvorrat aus-
reichend, dann bilden sich auch ganz normale Fruchtkörper (Abb. 3).

Aus diesen Versuchen möchte ich folgern, daß sich von allen be-
nutzten Nährböden die Holzsubstrate für eine normale Fruchtkörperbildung
am besten eignen.

Im Vergleich zu dem, was heute über die Ernährungsphysiologie von
Pénicillium sp„ Aspergillus sp., Mucor sp., Botrytis sp., und ähnlichen Pilzen
bekannt ist, sind wir über die Ernährungsverhältnisse bei den Baumpilzen

noch sehr wenig unterrichtet. Erst in den letzten Jahren hat man sich
eingehender mit der Physiologie dieser Pilze beschäftigt.

So hat zunächst M. C. Ferguson (1901) Keimungsversuche mit Sporen von
Agaricus campestris und anderen Basidiomyceten angestellt, aber die von ihr erhaltenen
Resultate variieren so stark, daß hieraus keine Schlußfolgerungen gezogen werden konnten
Buller (1906) fand bei Sporen von Polyporus squamosus hohe Keimprozente im sauren
Gebiet. R u m b 0 1 d (1908) konstatierte, daß die Sporen verschiedener Holzpilze im al-
kalischen Milieu zwar auskeimen, daß aber ein Myzelwachstum nicht stattfindet. Weiterhin
stellte Falck (1912) fest, daß die Sporen von Merulius lacrymans und Coniophora cere-

Versuchen über die Sporenkeimung von Lenzites sepiaria folgerte Zeller (1916), daß die
verschiedenen Kohlenstoffquellen die Sporenkeimung ebenso wie die Reaktion des Nähr-
bodens mehr oder weniger stark beeinflussen.

Über das M y z e 1 w a c h s t u m von 15 Arten von Polyporaceae, Thelephoraceae
und Agaricaceae hat Frl. R u m b o 1 d (1908) Versuche angestellt. Sie benutzte Gelatin-
nährböden mit verschiedenen Wasserstoffionen-Konzentrationen. Die Pilze wuchsen am
schnellsten bei pH 5 und 6, dagegen schlecht im schwach alkalischen Gebiete. Bei pH 8
fand kein Wachstum mehr statt. Durch die Untersuchungen von T u b e u f (1903),
Spaulding (1911). Zell er (1916), Meacham (1918), Zeller, Schmitz
and Duggar (1919), Wolpert (1924), Nutman (1929) und andere ist für
die von ihnen untersuchten Arten {Lenzites sepiaria, Merulius lacrymans, Coniophora
cerebella, Fomes pinicola, Polystictus versicolor, Armillaria mellea, Polyporus hispidus und
andere Holzpilze) festgestellt worden, daß das Myzel dieser Pilze am besten auf sauren
Nährböden wächst. Zell er, S c h m i t z imd D u g g a r (1919) haben das Wachstum
von 12 verschiedenen Holzpilzen auf festen und flüssigen Nährböden bei verschiedenen pH
geprüft, und beobachtet, daß sich diese Holzpilze in Bezug auf das pH sehr verschieden

verhalten. So geben sie an, daß die meisten der von ihnen untersuchten Pilze schlecht
in einer Czapekschen Lösung mit pH = 7 wachsen. Hiervon machen aber Merulius pi-
nastri und Polystictus versicolor eine Ausnahme. Auch Wo 1 p e r t (1924), der mehrere Holz-
pilze auf künstlichen Nährböden mit verschiedener Wasserstoffionen-Konzentration und bei
verschiedener Temperatur untersuchte, stellt fest, daß sich die verschiedenen Pilze sehr
verschieden verhalten, und daß die durch sie in den gleichen Nährböden verursachten
pH-Anderungen stark variieren. Auch ist der pH-Bereich, in dem die Pilze wachsen
können, von vielen Außenfaktoren, wie z. B. Temperatur, Beschaffenheit der Nährlösungen
usw., abhängig.

In Bezug auf das Verhalten von Ärmillaria mellea sind hieraus aber
keine sicheren Schlüsse zu ziehen. Im folgenden wird vielen dieser Fak-
toren Rechnung getragen. Die einzelnen diesbezüglichen Beobachtungen
sollen bei den betreffenden Kapiteln erwähnt werden.

Eine Untersuchung über das physiologische Verhalten des Pilzes ver-
schiedenen Nährböden gegenüber setzt voraus, daß man von einheitlichem
Material ausgeht, besonders weil man mit dem Vorkommen verschiedener
physiologischer Rassen von Ärmillaria mellea rechnen muß.

Material: Die im ersten Teil dieser Arbeit beschriebenen Versuche
quot;Wurden mit einem Myzel angestellt, das nach der Sporenmethode (S. 464)
isoliert worden war. Dieser von mir selbst isolierte Stamm rührt von den
Sporen eines Armillaria-mellea-¥v\xQ\\tköY\}Qr^ her, der auf einer Eichen-
Avurzel gewachsen war. Außerdem werden damit drei andere Armillaria-
Stämnie aus dem „Centraal Bureau voor Schimmelcultures in Baarnquot; ver-
glichen: 1. Ärmillaria mellea (Stamm Rant), 2. Ärmillaria mellea (Stamm
Cool), 3. Ärmillaria fuscipes (Stamm Petch).

Kulturlösungen: Diejenige Kulturlösung, die dem Pilze die besten Wachstums-
bedingungen bietet und die ich als Grundlösung bezeichnen will, hat folgende Zu-
sammensetzung :

25 ccm Pepton Chassaing . 2 %
1 Tropfen FeCla . . . 2 »/o
2 ccm MgS04.....6 «/o

1) Vier .Phosphatformen, in verschiedenen Quantitäten zu verwenden. Hierdurch kann
man jedes beliebige pH zwischen pH = 2 und pH = 9 bekommen, während die Quantität

des Phosphats immer die gleiche ist, d. h. stets einer 20 ccm ^ Phosphatlösung entspricht.

Alle Kulturlösungen wurden in Kölbchen (Jenaglasj von 100 ccm zubereitet. Da in
den Lösungen mit Zucker bei Sterilisation öfters braune Verfärbungen auftreten (besonders,
wenn Glukose in der Lösung anwesend ist), welche an Intensität zunehmen, sobald die
Lösungen alkalisch werden, wurde zur Vermeidung dieses Übelstandes das H3PO4 oder
KH2PO4 vor dem Sterilisieren zugefügt nnd das einzeln sterilisierte KgHPO^ und K3PO4
dagegen aseptisch in die Gesamtlösung zugegeben. Die Sterilisation der Lösungen fand
bei einer halben Atmosphäre Überdruck während einer Stunde statt.

Impfmaterial: Das Impfmaterial wurde in Erlenmeyerkolben in 25 ccm Grund-
lösung kultiviert. In der Grundlösung war die Kombination der Phosphate 18,5 ccm
KH2PO4 und 1,5 ccm KjHPO«. Das endgültige pH war 5,2. Zunächst wurde ein Stück-
chen Myzel in diese Lösung gebracht und nach vierwöchigem Wachstum mit einem sterilen
Spatel in Stückchen von etwa 5 mm zerteilt. Stets wurde eines dieser Stückchen über-
geimpft in einen Erlenmeyerkolben mit synthetischer Lösung von einer Zusammensetzung,
die auf die hernach zu beschreibende Weise variiert wurde.

Kulturmethode: In jeden Kolben wurde zunächst mit einer sterilen Pipette
10 ccm der Nährflüssigkeit gebracht und ein Stückchen Myzel übergeimpft. Nachdem der
Pilz hierin zwei Wochen gewachsen war, wurde das pH bestimmt. War das pH unver-
ändert geblieben, so wurden 5 ccm Nährlösung mit demselben pH zugesetzt; Avar es dagegen
verschoben, so wurden 5 ccm einer Nährlösung mit einem derartigen pH zugefügt, daß
das pH der Kulturflüssigkeit wieder den ursprünglichen Wert erreichte. Diese Korrektur
wurde während des Versuches jede Woche wiederholt. Für jede Reihe mit ein- und demselben
pH wurden mindestens 12 Erlenmeyerkolben genommen, weil die Infektionsmöglichkeit
erhöht wird, wenn man zur Bestimmung und Regulierung des pH die Kolben einige Male
öffnen muß. Die Verwendung einer nur geringen Menge von Nährlösung bietet den Vorteil,
daß das Myzel an der Oberfläche der Flüssigkeit bleibt und genügend Sauerstoff zur Ver-
fügung hat. Es beginnt daher bald mit dem Wachstum, was bei weniger gutem Sauer-
stoffzutritt nicht der Fall wäre.

Als Index des Wachstums wurde das Trockengewicht des Myzels
genommen, das bei den ersten Versuchsreihen nach sechs Wochen und
bei den folgenden nach vier Wochen bestimmt wurde. Die Dauer der
Versuche wird bei jeder Tabelle erwähnt werden. Als Trockengewicht
wird jeweils das Mittelgewicht des getrockneten Myzels derjenigen Erlen-
meyerkolben angegeben, die zu Teilbestimmungen aus der Versuchsreihe
herausgenommen wurden (stets mindestens der Mittelwert aus sechs Erlen-
meyerkolben). Das pH wurde nach W. Mansfield-Clark kolorimetrisch
bestimmt.

Wie auf Seite 470 erwähnt, wurde das Impfmyzel mit einem sterilen
Spatel in Stückchen von zirka 5 mm verteilt. Dadurch, daß diese Stückclien
nach Form und Größe nicht alle gleich sind, entsteht ein Versuchsfehler.

Um die Größe dieses Fehlers zu bestimmen, wurden die Trocken-
gewichte von 50 solchen Stückchen festgestellt. Sie variieren zwischen
5 und 7 mg. Nimmt man bei den Versuchen das Mittelgewicht aus min-
destens sechs Trockengewichten, so darf man annehmen, daß der entstandene
Fehler nicht von großer Bedeutung ist.

Bei der Beurteilung der Tabellen ist zu beachten, wie stark die
Trockengewichte der Kulturen, die bei demselben pH und unter sonst

gleichen Verhältnissen gewachsen sind, variieren. Als Beispiel dafür nehme
ich die Trockengewichte solcher Kulturen, die in drei verschiedenen Nähr-
lösungen mit einem pH 5,2 bei einer Temperatur von 25quot; C kultiviert und
nach vier Wochen abfiltriert worden waren. Die drei Nährlösungen unter-
scheiden sich in der Stickstoffquelle:

3.nbsp;Die Ammonsulfat-Nährlösung enthält statt 25 ccm Pepton (2o/o)
25 ccm einer ^-Ammonsulfat-Lösung.

In der Tabelle 1 sind für diese drei verschiedenen Nährlösungen die Pilztrocken-
gewichte, der Mittelwert ( mittlerer Fehler), die Standard-Abweichung und der Variations-
Koeffizient ( seinem mittleren Fehler) angegeben. (Vgl. Johannsen, 1909, S. 508 und
509 und G. Udny Yule, 1911, S. 347.

Pepton als N-Quelle. pH = 5,2.
Trockengewicht: 197, 200, 208, 219, 224 und 236 mg. Mittelwert mittlerer Fehler
= 214 6,14 mg. Standard-Abweichung: 13,7 mg. Variations-Koeffizient' mittlerer

KNO3 als N-Quelle. pH = 5,2.
Trockengewicht: 26, 27,27, 30, 37 und 38 mg. Mittelwert mittlerer Fehler = 31 2,2 mg.
Standard-Abweichung: 4,9 mg. Variations-Koeffizient 5 mittlerer Fehler = 15,8 5 mg.

(NH4),S04 als N-Quelle. pH = 5,2.
Trockengewicht: 54, 59, 61, 67, 69 und 71 mg. Mittelwert mittlerer Fehler = 64 2,76 rag.
Standard-Abweichung: 6,16 mg. V^ariations-Koeffizient mittlerer Fehler = 9,65 3,04 mg.

Wie die Tabelle zeigt, variieren die Pilztrockengewichte bei den verschiedenen
Stickstoffquellen sehr stark.

a)nbsp;Der Mittelwert aus 6 Pilztrockengewichten ist, mit Pepton als N-Quelle, 214 mg,

Hieraus geht hervor, daß Pepton als Stickstoffquelle am günstigsten wirkt, dann folgt
Ammoniumsulfat und am schlechtesten ist Kaliumnitrat.

b)nbsp;Aus der Berechnung der Standardabweichung bei den variierten Reihen der ver-
schiedenen Stickstoffquellen ist zu ersehen, daß die gefundenen Pilztrockengewichte inner-
halb des durch das Dreifache der Standardabweichung begrenzten Gebietes liegen.

c)nbsp;Vergleicht man den Wachstumseinfluß der N-Quellen, dann geht aus der Berech-
nung hervor, daß Kaliumnitrat und Ammonsulfat verschieden wirken, denn der gefundene
Unterschied (das 9,4 fache ihres mittleren Fehlers) ist größer als der dreifache Betrag des
mittleren Fehlers, der allgemein als kritische Grenzzahl betrachtet wird»). Berechnet man
diese Zahl für die Pepton- und Ammonsulfat-Nährlösung, so errechnet sich der Wert 22,4,
was auf eine große Differenz in der Wirkungsweise dieser beiden N-Quellen hindeutet. Der
entsprechende Wert für Pepton und KNO3 ist 28,2.

d)nbsp;Zur Beurteilung von möglichenfalls eintretenden Verschiedenheiten der Variabilität
der verschiedenen Reihen kann man den Variationskoeffizienten mit seinem mittleren Fehler

als Maßstab nehmen. Wie bei Differenzen des Mittelwertes gilt auch hier die Zahl 3 als
kritische Grenzzahl. Für Ammoniumsulfat und Kaliumnitrat ist diese Zahl 1,06; für Pepton
und Kaliumnitrat 1,7 und für Pepton und Ammonsulfat 0,84.

Alle hier berechneten Werte sind kleiner als 3, woraus man schließen kann, daß
eine Differenz in der Variabilität nicht deutlich hervortritt.

3. Das Wachstum von Ärmillaria mellea in Reinkulturen
unter verschiedenen Außenbedingungen.

Um bei einer Untersuchung über den Einfluß verscliiedener Haupt-
nährquellen die Anzahl der notwendigen Versuche möglichst beschränken
zu können, stellte ich zuvor die optimalen Wachstumsbedingungen in bezug
auf Temperatur und pH fest. Da der Stickstoff für das Wachstum von
großer Bedeutung ist, wurden gleichzeitig verschiedene Stickstoff-Quellen
angewandt und außerdem das sich während der Versuche ändernde pH
in Abhängigkeit von den benutzten Stickstoffquellen beobachtet.

Der Einfluß der Temperatur auf das Wachstum des Myzels bei verschiedenem pH
und bei Kultur in Richard'scher Nährlösungi) und Peptonnährlösung^) ist von Wolpert
(1924) für acht Holzschmarotzer, darunter auch Ärmillaria mdlea, untersucht worden.
Seine Versuche stellte er bei 15 25quot; und 35« C an. Aus ihnen geht hervor, daß 25 » C
als günstigste Wachstumstemperatur zu betrachten ist.

Ich selbst habe noch einige Versuche in dieser Richtung angestellt,
doch ist die von mir gebrauchte Methode von der Wolperts verschieden.
Wolpert bestimmt wohl das End-pH, aber in seinen Kurven gibt er als
Pilzwachstum das Trockengewicht der Pilze bei dem Ausgangs-pH an.
Da sich nun das pH während der Versuche ändert, entsteht auf diese
Weise ein ganz unrichtiges Bild von dem wirklichen Pilz Wachstum bei
einem bestimmten pH.

Aus der von ihm (auf S. 60 [1. c.|) angegebenen pH-Verschiebung
bei Peptonnährlösung sieht man, daß sich bei 15° C der pH-Wert nach
der alkalischen Seite versciiiebt, während die pH-Änderung bei Temperaturen
von 25® C und 35'' C nach der sauren Seite hin stattfindet.

Eigene Untersuchungen. Die Versuche über den Temperatur-
einfluß wurden bei 10, 15 bis 19 und 25 quot;C ausgeführt. Die Dauer des
Versuches betrug sechs Wochen. Es wurde die optimale Wachstumstempe-
ratur bei Variation des pH-Wertes und die Größe der pH-Verschiebung bei
verschiedenen Temperaturen festgestellt. Als Nährlösung kam nur die
Grundlösung in Betracht.

») Richard'sche E-Nährlösung: MgSOi 0,5 g, KNO3 5 g, NH4NO3 10 g, Spur FeSO,,
verschiedene Mengen H3PO4, KH2PO4 und KjHP04. Total 10,4 g Phospliat. Wasser bis
zu 1 Liter Gesamtvolumen.

2) Pepton-Nährlösung: Bactopepton 25 g, Zucker 30 g, MgS04 0,5 g, Spur FeS04,
verschiedene Mengen H3PO4, KH,PO,, KjHl'Oj, Total 9,65^ Phosphat. Dazu zweimal
destilliertes Wasser bis zu 1 Liter Gesamtvolumen.

Aus der Tabelle ist ersichtlich, daß die Versuchsserie bei 25 die
günstigsten Resultate ergibt, wie das auch Wolpert gefunden hat. Die
nächsten Versuche wurden deshalb meistens bei einer Temperatur von 25quot;C
vorgenommen.

Weiter ersieht man aus der Tabelle, daß bei 10 quot;C das Optimal-
wachstuni zwischen pH 4 und pH 6,6, bei 15 bis 19 »C zwischen pH 4,8
und pH 6,4 und bei 25 «C zwischen pH 4,6 und pH 6,4 liegt.

Eine Erhöhung der Temperatur führt unabhängig vom pH immer zu
einer Vergrößerung des Ertrags, jedoch äußert sich das am stärksten bei
dem günstigsten pH-Wert. In allen Fällen habe ich gefunden, daß an der
alkalischen Seite ein steiler Abfall der Ertragskurven stattfindet.

Wolpert dagegen hat bei 10 quot;C und einem pH 7,0 eine starke
Wachstumssteigerung beobachtet, aber nur das Ausgangs-pH in seinen
Kurven in Betracht gezogen, trotzdem dieses sich stark ändert. Hierauf
ist wohl die von ihm gefundene Wachstumssteigerung zum Teil zurück-
zuführen.

Auch ich habe eine pH-Verschiebung konstatiert, aber jede Woche
wurde das geänderte pH wieder auf das Ausgangs-pH zurückgebracht. Der
hierbei entstandene Fehler ist also viel kleiner als der Fehler Wölperts.
Daß Wolpert bei einer Temperatur von 35 bei pH 7,0 starkes Pilz-
wachstum gefunden hat, ist vielleicht darauf zurückzuführen, daß der Pilz
infolge der pH-Änderung unter viel bessere Wachstumsbedingungen kam,
denn das optimale Wachstumsgebiet liegt zwischen pH 4,5 und pH 6,4

Weiter folgt aus den angeführten Versuchen, daß sowohl bei einer
Temperatur von 10 quot;C als auch von 15 bis 19 und 25 ®C in allen Fällen,
in denen sich das pH ändert, die Verschiebung stets nach der saueren
Seite hin eintritt, während Wolpert bei 10eine pH-Verschiebung nach
der alkalischen Seite und nur bei 25 und 35 nach der saueren Seite
hin konstatiert hat.

B. Einfluß verschiedener N-Quellen bei variierten
H-Ionen-Konzentrationen,
a) Literatnrübersiclit.

Ritter (1909) konstatiert für die Pilze Aspergillus niger, Botrytis cinerea xmd
Pénicillium sp., daß sie Kaliumnitrat als N-Quelle benutzen können, jedoch ist die Ent-
wicklung in Ammoniumnährlösungen viel besser. Daß organische Ammonium-Salze bessere
N-Quellen sind als anorganische, ist auch sonst öfters festgestellt worden, z. B. durch
J. Nikitinsky (1904) bei Pénicillium glaucum, Pénicillium griseum, Mucor stolonifer,
Aspergillus fiams, Saccharomyces rosaceus und cerevisiae. Tamiya (1928) behauptet
dasselbe für Aspergillus Oryzae. W o 1 p e r t (1924) hat gezeigt, daß auch auf das AVachstum
von Armillaria mellea die N-Quelle von großem Einfluß ist. Eine vergleichende Literatur-
übersicht liegt von van der Veen (1930) vor.

Es ist ferner eine bekannte Tatsache, daß viele Pilze, die Kaliumnitrat als N-Quelle
konsumieren, eine pH-Verschiebung nach der alkalischen Seite bedingen, während solche,
die Ammonium-Salze verbrauchten, meistens eine Verschiebung nach der sauren Seite fest-
stellen lassen.

Zell er, Schmitz und Duggar (1919), welche das Wachstum von 12 Holz-
pilzen in flüssigen Nährböden untersuchten, konnten beobachten, daß sie alle außer Merulius
pinastri die Tendenz haben, den Säuregrad während des Wachstums zu erhöhen. Die von
ihnen gebrauchten Nährlösungen waren die nach Czapek, Reed und Richard. Daß eine
pH-Verschiebung nach der sauren Seite stattfindet, wurde bei der Richardschen und Reedschen
Lösung dem Umstand zuzuschreiben sein, daß in der Reedschen Lösung Ammoniumnitrat
und in der Richardschen Nährlösung Kaliumnitrat nebst Ammoniumnitrat als N-Quellen ge-
geben wurden; in der Czapekschen Lösung war Kaliumnitrat die einzige N-Quelle und
trotzdem wurde eine Erhöhung des Säuregrades festgestellt.

Die von mir benutzten N-Quellen waren Kaliumnitrat, Ammonium-
nitrat, Ammoniumsulfat, Ammoniumchlorid, Ammoniumtartrat, Asparagin,
Glykokoll und Pepton.

In der Grundlösung wurde nur die N-Quelle variiert. Der Stickstoff wurde stets
in aequivalenten Quantitäten gegeben, d. h. auf 100 ccm Nährlösung für Kaliumnitrat,
Ammonchlorid und Glykokoll 25 ccm einer 0,2 mol Lösung und für Ammonnitrat, Ammon-
sulfat, Ammoniumtartrat und Asparagin 25 ccm einer 0,1 mol Lösung. Vom Pepton Avurden
25 ccm einer zweiprozentigen Lösung genommen.

Mit Ammoniumtartrat, Asparagin und Glykokoll als N-Quellen be-
stimmte ich nur die Pilztrockengewichte bei verschiedenem pH.

Bie Versuche wurden bei 16—18 ® C ausgeführt. Die Versuchsdauer betrug sechs
Wochen. Das pH wurde am Ende jeder Woche bestimmt und wieder auf den ursprüng-
lichen Wert gebracht. Die Mittelwerte wurden aus je sechs Kulturen einer Gruppe mit
gleichem pH bestimmt.

Aus der Tabelle geht hervor, daß das optimale Wachstum von allen
obengenannten Versuchsreihen etwa bei pH 5 liegt.

Mit Ammoniumtartrat als N-Quelle ist das Wachstum am besten, dann
folgt Glykokoll, dann Asparagin und zum Schluß Ammoniumsulfat.

Vergleicht man die Pilztrockengewichte bei den anderen pH-Werten,
dann sieht man, daß der Pilz in Lösungen mit Asparagin und Glykokoll
ungefähr denselben Ertrag ergibt; darauf folgt die ßeihe mit Ammonium-
tartrat und dann die mit Ammoniumsulfat.

Das Wachstum von Armillaria mellea Ibei den vorscliledcnon JI-Ionen-Konzentia-
tionen und variierten N.(Jucllon nach 2, 4 und 6 Wochon vom Anfang dos Vorsuchcs
an gerechnet hei einer Tcmporatiir von 25° C.

2 Wochen
2,9
3,4
3,9

4.3
4,9

5.4

5.8
6,2
6,6

7.3

4 Wochen

2.9

3.4
3,9

4.3
4,9

5.4

5.8
6,2
6,6

7.3

6 Wochen

2.9

3.4
3,9

4.3
4,9

5.4
5,8
6,2
6,6
7,3

Nach
9

13
21
27
27
26
21
17

14
9

Nach
10

13
23

46
54

47
32
32

14
11

Nach
13
21
31
46
64
62
56
26
16
13

Mit den N-Quellen Kaliumnitrat, Ammoniumnitrat, Ammoniumsulfat
und Ammoniumclilorid wurden Versuche ausgeführt, bei denen speziell auf
die Beziehung zwischen Pilzwachstum (nach der Pilztrockengewichtsbe-
stimmung) und pH-Verschiebung zu achten war. Für jede Stufe wurden
15 Erlenmeyerkolben genommen. Die Trockengewichte wurden als Mittel
aus fünf Kolben bestimmt.

In Tabelle 5 sind die pH-Änderungen für die N-Quellen nach der
1., 2., 3., 4., 5. und 6. Woche in Teilen von pH-Einheiten angegeben.

2,9
3,4
3,9

4.3
4,9

5.4

5.8
6,2
6,6

7.3

2.9

3.4
3,9

4.3
4,9

5.4

5.8
6,2
6,6

7.3

2.9

3.4
3,9

4.3
4,9

5.4

5.8
6,2
6,6

7.3

2.9

3.4
3,9

4.3
4,9

5.4
5,8
6,2
6,6
7,3

0
0

0,150
-0,2 - _
-0,250 ^ 3

-0,275 ^2

-0,175^-1
-0,125 ^ ES
-0,1
-0,2

-0,05 «
-0,2 ^^
-0,225

-0.3 IS

-0,3

-0,250 lg
-0,2
-0,150
-0,150

0 g
0

-0,025 Ss
-Ol

-0;i25:g^
-0,1 aS
-0.1 »
-0,05 Js
-0,125

0nbsp;n

-0,150^^
-0,175 fe^
-0,150^13
-0,125 S«

-0,125 a'quot;
-0,1 §
-0,05
-0,075

( bedeutet pH-Kückgang; -j- bedeutet pH-Steigerung; z. B. — 0,175
[1- Serie, 5. Woche] bedeutet: das pH ist von 4,3 auf 4,125 zurückgegangen).

Aus den Tabellen 4 und 5 sieht man, daß der Zuwachs und die pH-
Verschiebung einander parallel gehen: in dem optimalen Wachstumsgebiet
ist auch die pH-Verschiebung am größten. Im alkalischen Milieu, bei pH
7 bis 7,3, ist das Wachstum aber sehr gering und die pH-Änderung wird
größer. Die von den Pilzen im alkalischen Milieu produzierte Kohlensäure
scheint einen nicht geringen Einfluß .auf die Eeaktion der Nährlösung
auszuüben. (Vgl. auch Tamiya 1927.) In Nährlösungen, denen ich nur
Kaliumnitrat als N-Qnelle zufügte, wurde immer eine pH-Verschiebung
nach der sauren Seite gefunden, die allerdings sehr gering war. Gebraucht
roan aber Ammoniumsulfat als N-Quelle, so werden die Nährlösungen
rascher sauer. Mit Ammoniumsulfat als N-Quelle ist die pH-Verschiebung
größer als mit Kaliumnitrat, jedoch kleiner als mit Ammoniumsulfat. Durch
den Verbrauch des Nitrats in einer Lösung mit Kaliumnitrat wird das
Kalium in Freiheit gesetzt und die Lösung müßte eigentlich alkalisch
werden. Sie wird aber etwas saurer, was m. E. darauf zurückzuführen
ist, daß der Pilz eine oder mehrere Säuren ausscheidet. Die Ausscheidung
bestimmter Säuren hat z.B. Tamiya (1928) bei Aspergillus Oryzae fest-
gestellt; dieser Pilz macht nach Tamiya Kojisäure frei.

Wenn man die verschiedenen N-Quellen der Größe des Pilzertrags
nach ordnet, so ergibt sich die nachstehende Eeihenfolge: Pepton gt;Aspa-
i'agin und Glykokoll gt; Ammoniumtartrat gt; Ammoniumsulfat gt; Ammonium-
chlorid gt; Kaliumnitrat.

Vergleicht man die pH-Änderungen in bezug auf die verschiedenen
N-Quellen miteinander, dann ist die folgende Reihe aufzustellen: Pepton gt;
Ammoniumsulfat gt; Ammoniumchlorid gt; Glykokoll ) Ammoniumtartrat gt; As-
paragin gt; Kaliumnitrat.

Nimmt man an, daß der Pilz selbst die Säure abscheidet, so muß
nian erwarten,, daß die hierdurch entstandene pH-Verschiebung schneller
verläuft, wenn der Pilz üppiger wächst, daß also eine Parallelität zwischen
diesen beiden Änderungen auftreten müßte. Das ist in der Tat der Fall,
Wenn man nur diejenigen Stoffe in Betracht zieht, welche nicht selbst
durch selektive lonenaufnahme zum Entstehen einer Base oder Säure
Anlaß geben, wie z. B. Ammoniumtartrat usw.

C. Einfluß verschiedener Konzentrationen
der Stickst off quelle Ammoniumsulfat.

Da bei der Bestimmung des optimalen Wachstums-pH schon die
Wirkung verschiedener N-Quellen untersucht worden ist, habe ich in unten-
stehender Lösung das Wachstum des Myzels bei pH: 5, Temperatur 25«C
bei verschiedenen Ammoniumsulfat-Konzentrationen nach 6 Wochen bestimmt.

25 ccm (NH,).. SO4 1,32 %
29 ccm Glukose N/2
19 ccm Saccharose N/2
18,5 ccm KH2PO4 N/2
1,5 ccm K2HPO4 N/2

Wie man sieht, liegt das optimale Wachstum bei einer Ammonium-
sulfat-Konzentration von 0,125 7o bis 0,5 quot;/o? während im übrigen bei den
Konzentrationen 0,0625 und 1 7o ebenfalls noch ein sehr gutes Wachstum
möglich ist. Der schädigende Einfluß macht sich erst bei 4 °/o und 8 quot;/o
bemerkbar, während bei einer 0,007812 70 Ammonsulfat-Konzentration der
Stickstoflfmangel zutage tritt.

D. Einfluß verschiedener Kohlenstoffquellen
bei verschiedenen H-Ionen-Konzentrationen.

In Abhängigkeit von den produzierten Enzymen ist der Pilz in der
Lage, verschiedene KohlenstofFquellen zu konsumieren.

Czapek (1899) hat aus Armillaria das Enzym „Hadromasequot; (eig. Ligninase) isoliert,
Kohnstamm (1901) die Anwesenheit amylolytischer, diastatischer, proteolytischer, Gly-
kosid-spaltender und Cellulose-hydrolysierender Fermente gezeigt. Schmitz und Zell er
(1919) fanden Carbohydrasen, Maltose-, Laktose-, Sukrose-, Raffinose-, Amylum-, Inulin-,
Cellulose- und Hemi-Cellulose-lösende Enzyme. Diese Forscher haben auch zuerst bei
höheren Pilzen Laktase gefunden. Hasenohrl und Zellner (1923) haben das Vor-
handensein von Cellulose- oder Lignin-spaltenden Enzymen bei Armillaria nicht bestätigen
können. Wolpert (1924) dagegen sagt, daß Armillaria imstande ist, Filtrierpapier als
C-Quelle zu benutzen.

Um mich über die Anwesenheit dieser verschiedenen Enzyme in
der untersuchten Armillaria-Rasse zu orientieren, prüfte ich den Einfluß
verschiedener Kohlenstoffquellen auf das Wachstum des Myzels,, weil hier-
aus indirekte Schlüsse auf die Enzymtätigkeit des Pilzes zu ziehen sind.

Hierzu wurden in der Grundlösung als N-Quelle 25 ccm einer 1,32 quot;/o Ammon-
sulfatlösung genommen, während als C-Quelle 48 ccm einer Vs normalen Maltose-, Laktose-

Galaktoselösung, eine Filtrierpapierlösung (90 g je 1 1 H^O) und eine Amylum-solubile-
Lösung (50 g je Liter H^O) dienten. Der Kontrollversuch hatte als C-Quellen die bekannte
Glukose-Saccharose-Kombination (S. 478). Das Filtrierpapier wurde mit heißem Wasser
einige Male gereinigt und sehr fein zerfasert und verteilt. Alle Versuche wurden unter
gleichen Bedingungen ausgeführt. Die Temperatur war 18 20« C, die pH-Werte 5,
6,1 und 8,5; die Versuchsdauer betrug wieder 6 Wochen. Bei einer Versuchs-
reihe wurde überhaupt kein Kohlenstoff geboten, weil mit dem Überimpfen aus den Pepton-
tulturen selbstverständlich immer ein wenig der an dem Myzel anhaftenden Peptonnähr-
lösnng in die neue Nährlösung übertragen wird. Diese letzte Versuchsreihe werde ich
in der Tabelle 7 die „Ohne Cquot;-Eeihe nennen.

Aus diesen Versuchen geht hervor, daß von den untersuchten C-Qnellen
die Kontrollreihe mit Glukose -{- Saccharose und die Maltose-Reihe das
höchste Trockengewicht aufAveisen. Armillaria hat jedoch auch die Fähig»-
^^eit. Stärke als C-Quelle zu benutzen. Laktose und Galaktose sind als
schlechte C-Quellen anzusehen, doch kann der Pilz diese beiden Stoffe
als C-Quellen gebrauchen.

Aus der „Ohne Cquot;-Reihe sieht man, daß die Menge der an dem über-
geimpften Myzel haftenden Peptonnährlösung zu gering ist, um den Pilz
auswachsen zu lassen. Von der Versuchsreihe mit Filtrierpapier als
C-Quelle ist es unmöglich, die Trockengewichte anzugeben, da das Myzel
zwar gewachsen, aber mit den Filtrierpapierfasern fest verklebt war.
Aus diesen Versuchen ist zu schließen, daß das Myzel der untersuchten
Armillaria mellea Glukose-, Saccharose-, Maltose-, Amylum-, Laktose- und
Cellulose-auflösende Enzyme enthält.

Da in allen Versuchen als C-Quelle immer Glukose -j- Saccharose zusammen gebraucht
Wurden, habe ich in der folgenden Versuchsreihe

c) als C-Quelle 24ccm Glukose-}-24ccmSaccharose genommen und die Konzentrationen variiert.

Die Zusammensetzung der Nährlösung war dieselbe wie auf S. 478 beschrieben.
Die Versuchsdauer betrug sechs Wochen. Temperatur 25 ° C, pH = 5.

Das optimale Wachstum findet man bei Glukose-Konzentrationen von
1,81250/0 bis 12,5 quot;/o. 25% Glukose wirkt schädlich, höchstwahrscheinlich
infolge osmotischer Wirkung des Zuckers.

Das optimale Wachstumsgebiet liegt bei Saccharose-Konzentrationen
von 3,625—12,5quot;/(,. Wie bei Glukose wirken auch hier hohe Konzentra-
tionen schädlich. Auch sieht man aus diesen Tabellen, daß Saccharose
eine weniger günstige Kohlenstolfquelle als Glukose darstellt.

Im Vergleich mit den vorhergehenden Versuchsreihen ist festzustellen,
daß die Kombination Glukose Saccharose anscheinend günstiger wirkt,
als Saccharose allein und ungefähr den gleichen Ertrag ergibt wie eine
Nährlösung mit Glukose allein.

Daher erhielten auch die für die Versuche hergestellten Nährlösungen
immer die optimale Glukose Saccharose-Mischung, besonders auch des-
halb, weil sich eine nur mit Glukose angesetzte Lösung bei der Sterili-
sation etwas braun färbt, was die kolorimetrische pH-Bestimmung erschwert.

Vergleicht man damit schließlich die Resultate der Untersuchung
über den Einfluß verschiedener N-Quellen, bei denen festgestellt wurde,
daß besonders die komplizierten N-Verbindungen als gute N-Quellen in
Betracht kommen, so wäre hieraus und aus dem besonders günstigen Ein-
fluß von Glukose zu ersehen, daß Armillaria mellea heterotroph ein-
gestellt ist.

Die Zusammensetzung der Nährlösung war dieselbe wie die der auf S. 478 genannten
Lösung. Die Phosphat-Konzentrationen waren 25 ccm einer 0,03125 0,0625 «/o, 0,125 «/o
0,5%, lo/„, 2 7o, 4 7o, 87o, 16 7o und 32% Phosphatlösung.

Wie man sieht, liegt das optimale Wachstum bei den Konzentrationen
0,0625 bis 1 °/o, während allerdings bei den Phosphat-Konzentrationen
0,03125 und 2 % auch noch gutes Wachstum stattfindet. Die schädlichen
Konzentrationen liegen bei 4 70 ^quot;U Phosphat.

Bei Kultur des Armillaria-Myzels auf flüssigen Nährböden treten
Diakroskopisch und mikroskopisch sichtbare Verschiedenheiten im Wachs-
tumsbild und im Myzelbau auf, die den Einflüssen verschiedener H-Kon-
zeutrationen zuzuschreiben sind.

Die hier folgenden Beschreibungen beziehen sich auf eine sechs
Wochen alte Armillaria-Kultur auf einem flüssigen Nährboden mit Ammo-
uiumnitrat als Stickstolfquelle.

pH = 2,9: Das übergeimpfte Myzelstückchen hat sehr wenig an Größe zugenommen. Das
Myzel ist sehr durchsichtig und der Inhalt feinkörnig mit vereinzelten sehr
kleinen Fetttropfen (f) (färbbar mit Sudan III). (Abb. 4.)
pH = 3,4: In der Nährlösung entstehen an verschiedenen Stellen kleine Myzelflöckchen,
die selbständig weiterwachsen. Mikroskopisch ist das Myzel von dem bei pH 2,9
erhaltenen nicht verschieden. Die Entstehung mehrerer Myzelflocken kann ihren
Ursprung darin haben, daß man beim tJberimpfen abgeschnittene Hyphenteilchen
in den Nährboden bringt, die nachher auswachsen. Bei pH 2,9 aber wächst nur
das übergeimpfte Stückchen Myzel. pH 2,9 scheint für das Auswachsen oben-
genannter Zellen zu ungünstig zu sein.
pH = 3,9: Zeigt ungefähr das gleiche Wachstumsbild wie pH 3,4. Der Inhalt des Myzels
wird deutlicher differenziert. Das hier nicht reproduzierte mikroskopische Bild
stellt einen Übergang von pH 3,4 nach pH 4,3 dar.
pH = 4,3: Es findet eine lockere Verwachsung des Myzels statt, außerdem treten in dem
dunkleren, körnigen Protoplasma etwas größere Oltropfen und einige kleine
Vakuolen (v) auf (Abb. 5).

pH = 4,9: Die Hyphen sind fest miteinander verwachsen; das Myzel entwickelt sich gut.

Die Oberseite ragt aus der Kulturflüssigkeit heraus und formt einen trockenen
Rasen. Jlikroskopisch ergibt sich ungefähr dasselbe Bild, wie Abb. 5 zeigt.
pH = 5,2: Gutes Myzelwachstum! Feste Myzelmasse mit einer trockenen Oberseite! Das

Myzel enthält mehrere Öltropfen (f) und größere Vakuolen (v). (Abb. 6.)
pH = 5,8: Gutes Wachstum! Feste Myzelmasse!

Das mikroskopische Bild ist dem vor-
hergehenden ähnlich.
pH = 6,2: Weniger gutes Wachstum! Die Myzel-
verbindungen werden lockerer; die
Oberfläche bleibt feucht. Das mikro-
skopische Bild stellt einen Übergang
zwischen dem bei pH 5,8 und pH 6,6
erhaltenen dar.
pH == 6,6: Das Wachstum ist hier viel schlechter
als bei pH 6,2. Das Myzel wird etwas
schleimig. Große Vakuolen (v) und
zahlreiche Öltropfen (f) treten auf.
(Abb. 7.)

pH = 7,3: Sehr schlechtes Wachstum! Die ganze
Myzelmasse ist schleimig. Die Vaku-
olen (v) sind kleiner und zahlreicher
als bei pH 6,6, aber die ()ltropfen (f)
größer und zahlreicher. (Abb. 8.)

Wenn man den Pilz auf Nährböden
mit anderen N-Quellen züchtet, so findet man die oben beschriebenen
Formen bei anderen pH-Werten. Man kann aber stets beim Überschreiten
der Grenze zwischen saurem und alkalischem Milieu in derselben Reihen-
folge die nachstehenden Stadien unterscheiden:

4. Untersuchungen über die toxische Wirkung einiger Stoffe
in verschiedenen Konzentrationen auf das Myzel von Armillaria mellea

Mehrfach findet man in der Literatur Arbeiten, in denen der toxische Einfluß an-
organischer Salze auf das Wachstum von Pilzen untersucht worden ist. So hat Ta-
rn i y a (1927) sehr viele chemische Verbindungen hinsichtlich ihrer toxischen Wirkung auf
das Wachstum des Myzels von Aspergillus Oryzae studiert. In den folgenden Versuchen
habe ich die toxischen Einflüsse verschiedener Stoffe auf das Wachstum des Ärmillaria-
myzels untersucht.

a)nbsp;Kupfersulfat, Kupferchlorid, Manganchlorid, Natriumchlorid, Kalziumchlorid und
Sublimat.

Bei den in diesem Abschnitt behandelten Versuchen wurde in der Grundlösung (S. 469)
als N-QueUe Ammoniumsulfat genommen (25 ccm einer 1,650/0 (NH,)2S04 - Lösung).
Statt der zugefügten 5 ccm destillierten Wassers wurden aber 5 ccm des Toxicums bei-
gegeben. Die Versuche mit Kupfersulfat, Kupferchlorid, Sublimat, Natriumchlorid, Kalzium-
chlorid und MnCl, wurden gleichzeitig und unter gleichen Bedingungen angestellt Sie
dauerten 6 Wochen. Die Temperatur war 25» C. Die in dieser Versuchsserie gebrauchten
H-Ionenkonzentrationen waren: pH = 4,8, 5,4, 5,8, 6,2 und 6,6.

Die Versuche mit Lithiumsulfat, Zinkchlorid und Borsäure wurden bei den H-Ionen-
Konzentrationen 4,3, 5, 5,6, 6,1 und 6,5 ausgeführt. Sie dauerten 4 Wochen bei einer
Temperatur von 25 lt;gt; C. Wie bei der ersten Reihe lief auch hier bei den gleichen H-Ionen-
Konzentrationen ein Kontrollversuch nebenher. Die Ergebnisse sind in den Tabellen 12 und 13
zusammenfassend dargestellt.

In den Tabellen 12 und 13 sind in der letzten Kolonne die hauptsächlichsten Be-
sonderheiten erwähnt. Nur will ich noch darauf aufmerksam machen, daß Tamiya (1928)
bei Aspergillus Oryzae beobachtet hat, daß eine N/10 CaClj-Lösung eine hemmende Wirkung
ausübte, während eine N/1 NaCl-Lösung das Wachstum förderte. In den von mir be-
nutzten Konzentrationen zeigen sich diese Stoffe für Armillaria wenig toxisch auf der
sauren Seite.

Auf ihre toxische Wirkung wurden geprüft: a) Kupfersulfat, Kupferchlorid, Eisen-
chlorid, Natriumchlorid und Kalziumchlorid; b) Kaliumfluorid, Sublimat, Uspulun und
Germisan.

Aus den bereits erwähnten Versuchen ergab sich, daß Pepton eine viel bessere N-
Quelle ist als Ammonsulfat (S. 477). In der Grundlösung wurden nur die 5 ccm destilliertes
Wasser durch 5 ccm einer Lösung der oben aufgezählten Substanzen ersetzt. Die Versuche der
Reihe a wurden gleichzeitig angesetzt. Die Versuchsdauer betrug vier Wochen, die Tem-
peratur war 25 ® C. Die benutzten Wasserstoffionen-Konzentrationen waren 3,3, 3,9, 4,7,
5,6, 6,1, 6,6 und 7,3. Ein Kontrollversuch wurde unter denselben Bedingungen angesetzt.
Die Versuche mit Kaliumfluorid, Sublimat, Uspulun und Germisan wurden bei pH 2,9, 4,4,
5,6, 6,1, 6,6 und 7,3 durchgeführt. Versuchsdauer ebenfalls vier Wochen, Temperatur 25 ° C.

Bei den letzten Versuchen tritt die schädliche Wirkung des Quecksilbers deutlich
hervor. Die Unterschiede im Pilztrockengewicht sind aber zu gering, um hieraus schließen
zu können, welche der drei Hg-Verbindungen die schädlichste ist.

B. Versuche mit anderen Armillaria-Stämmen.
Um einigermaßen einen Eindruck davon zu bekommen, wie sich
andere Armillaria-Stämme verschiedener Konzentrationen toxischen Stoffen
gegenüber verhalten, habe ich einige Versuche mit den folgenden Stämmen

vorgenommen: Armillaria mellea (Stamm Eant); Armillaria mellea (Stamm
Cool); Armillaria fuscipes (Stamm Petch).

b)nbsp;Armillaria mellea (Stamm Cool) mit Eisenchlorid, Cadmiumchlorid, Kaliumfluorid und
Natriumchlorid.

Auch bei diesen Versuchen wurde die Grundlösung als Ncährlösung gebraucht. Die
5 ccm destilliertes Wasser wurden durch 5 ccm einer der toxischen Lösungen ersetzt. Der
Kulturversuch dauerte 4 Wochen, die Temperatur war 25 ° C.

Allgemein ist zu sagen, daß das Vermögen zur Rhizomorphen-
bildung in Flüssigkeiten stark zurückgedrängt ist und schließlich ganz
verschwindet. Außerdem ist das Wachstum des Myzels der drei hier
gebrauchten Armillaria-Stämme in den Kontrollreihen verschieden. Vor
allem tritt als deutlicher Unterschied zwischen Armillaria mellea (Cool)
und Armillaria mellea (Rant) bei der ersten Rasse eine stärkere Rhizo-
morphenbildung auf. Noch größer ist diese bei Armillaria fuscipes (Petch).
Das ausgewachsene Myzel dieses Stammes wird sehr bald hart und krustig.
Die krustige Masse besteht hauptsächlich aus Rhizomorphen. Diese Rhizo-
morphen bildung ist die Ursache, daß die Pilztrockengewichte der Kulturen,
welche unter denselben Bedingungen gezüchtet worden sind, stark variieren.
Bei dem Stamme Armillaria fuscipes betrug die Variation in einigen Fällen
90 mg. Es ist daher bei diesen Versuchen notwendig, die Mittelwerte
aus vielen (mindestens acht) Einzelwerten zu nehmen. Je geringer die
Rhizomorphenbildung ist, um so kleiner sind die Gewichtsvariationen.

Daß „Stamm Petchquot; viel höhere Pilztrockengewichte gibt als die
anderen Stämme, rührt von der starken Rhizomorphenbildung her.

Bemerkenswert ist auch, daß gegenüber dem Myzel von Armillaria
mellea, das schon durch eine 0,008 quot;/„ HgClj-Lösung getötet wird, bei

Vier Ärmillaria-Stämme wurden miteinander verglichen und zwar wurde bei den
drei Stämmen, welche noch in flüssigen Nährböden Ehizomorphen bildeten, speziell auf
den Einfluß geachtet, den die Konzentrationen der Phenolderivate auf die Ehizomorphen-
bildung ausübten.

Da bei dem von mir isolierten Stamme die Ehizomorphenbildung nicht mehr auf-
tritt, kommt hier als einziges Kriterium das Pilztrockengewicht in Betracht.

Eine 0,005 Metol-Lösung scheint bei dem Stamme Cool schon
ein wenig hemmend zu wirken. Beim Stamme Rant ist das Wachstum
bei pH 6 etwas höher als das der Kontrollreihe, während bei dem Stamm
fuscipes bei pH 4,8 und 6 eine kleine Wachstumssteigerung auftritt.

Die hemmende Wirkung einer 0,01 °/o Metol-Lösung kann man beim
Stamm Cool und Stamm Rant feststellen, auch ist hier die Rhizomorphen-
bildung gehemmt. Die Rhizomorphen bleiben klein, sind aber stark ver-
zweigt. Die Pilztrockengewichte vom Stamm fuscipes sind unregelmäßig.
Wie schon auf S. 487 gesagt, bilden nämlich die Stämme fuscipes sehr
stark Rhizomorphen und krustiges Myzel, Eigentümlichkeiten, die das un-
regelmäßige Wachstum veranlassen. Durch eine 0,005 7o und 0,01 Metol-
lösung wird bei den drei Rhizomorphen-bildenden Stämmen die Rhizo-
morphenbildung merkbar beeinflußt.

Metadiox ybenzol wirkt auf alle vier Stämme in allen Konzentra-
tionen wachstumshemmend. Die Pilztrockengewichte sind im großen
und ganzen bedeutend niedriger als die der Metolreihe. Eine 0,1 Metadi-
oxybenzollösung hemmt ferner bei den obigen drei Pilz-Stämmen die Bildung
der Rhizomorphen vollständig.

Tannin übt auf das Wachstum der drei Stämme ungefähr den gleichen
Einfluß wie auf den Stamm Reitsma aus. Der Stamm Cool zeigt eine
Wachstumserhöhung, ausgenommen die Reihe mit pH=5,5 und einer Tannin-
konzentration von 0,01 sowie Reihe pH = 4,8 bei einer 0,005 o/^ Tannin-
lösung. Da die anderen Werte alle höher liegen, darf man wohl sagen, daß
0,005 7o und 0,01 7o Tanninlösungen das W a c h s t u m s t e ig e r n. Diese Kon-
zentrationen üben auf die Rhizomorphenentwicklung keinen Einfluß aus.

Hydrochinon wirkt stark hemmend. Die Stämme Cool, Rant und
fuscipes unterliegen im großen und ganzen demselben Einfluß der Hydro-
chinonkonzentrationen wie Stamm Reitsma. In einer 0,1 »/„ Hydrochinon-
lösung hört die Rhizomorphenbildung bei allen drei Stämmen ganz auf.

Um festzustellen, ob sich die toxische Wirkung von Kupfersulfat und
Kaliumfluorid nur bei Armillaria oder, wie zu erwarten ist, auch bei anderen
Pilzen äußert, wurden auch mit Pythium mammillaium (Stamm Meurs) und
Verticillium Dahliae (auf Tilia) Versuche vorgenommen. Beide Pilze stammten
aus den Kulturen des „Centraal Bureau voor Schimmelcultures te Baarnquot;.

Die Kulturlösungen befanden sich wieder in Erlenmeyerkolben von 100 ccm. Die
Nährlösung für Pythium mammillatum hatte folgende Zusammensetzung:
25 ccm einer Knopschen Lösung
25 ccm einer 1 ®/o Saccharose-Lösung
25 ccm einer 0,1 quot;U Pepton Lösung
H3PO,
KH5PO4
KjHPO,
KaPO^

5 ccm dest. Wasser oder 5 ccm einer toxischen Lösung.
In jeden Kolben wurden 25 ccm dieser Nährlösung gebracht und ein Stückchen Jlyzel über-
geimpft. In der Knopschen Lösung wurde das KHjPO^ ersetzt durch 20 ccm einer n/8
Phosphatlösung, die die Veränderung der pH-Werte gestattet. Die für Pythium benutzten
pH-Werte waren: 3,3, 3,8, 5,2, 6 und 7. Die Versuchsdauer betrug 4 Wochen; die Temperatur
war 25quot; C. Als toxische Stoffe wurden gebraucht :• Cuprisulfat und Fluorkalium. Die
Kulturlösung für Verticillium war eine Richardsche Lösung von nachstehender Zusammen-
setzung: 10 g KNOs, 5 g KHjPO,, 2,5 g MgSO^, 20 g FeClj, 50 g Glukose, 1 1 destill.
Wasser. Um verschiedene pH-Werte zu bekommen, wurde auch hier das KH2PO4 durch
ein Phosphatgemisch ersetzt. Auf 100 ccm Kulturflüssigkeit kamen

dazu 5 ccm dest. Wasser oder 5 ccm einer toxischen Lösung. In jeden Kolben wurden
zum Versuch 25 ccm dieser Lösung gebracht und ein Stückchen Myzel hierin übergeimpft.
Kulturdauer 4 Wochen. Temperatur 25« C. pH = 3,3, 4,5, 5,8, 6,5 und 7.

Aus diesen beiden Versuchen geht hervor, daß Pythium mammillatum
eine viel geringere Widerstandsfähigkeit gegen toxische Stoffe hat als
Armillaria mellea.

Der CJspulunversuch zeigt, daß Verticillium eine etwas geringere
Widerstandsfähigkeit gegenüber toxischen Stoffen besitzt als ArmÜlaria.

Um für die Praxis nützliche Hinweise hinsichtlich der Bekämpfung
des Pilzes zu bekommen, ist es an erster Stelle notwendig, Material zu
finden, das sich zu Infektionsversuchen eignet, so am besten Keimpflanzen
von Bäumen, Sträuchern oder Kräutern, weil das Experimentieren mit
älteren, größeren Bäumen sehr viele Schwierigkeiten mit sich bringt.
Dabei erhebt sich aber die Frage, ob es überhaupt möglich ist, Keim-
pflanzen für Infektionsversuche zu benutzen, weil es nicht ausgeschlossen
ist, daß diese in jugendlichem Alter immun gegen Pilzbefall sind, so daß
künstliche Infektionen nicht gelingen würden.

H a r t i g (1874) hat nämlich im Freien ein plötzliches Absterben von Kiefern, Eichen,
Tannen und Lärchen in verschiedenen Altersstadien (aber nicht unter fünf Jahren) konstatiert-
Die Versuche Brefelds (1877) und Münchs (1909) wurden mit isolierten Sproßteilen,
Zweigen, zersägten und zerspaltenen Stämmen ausgeführt. H. E. Thomas (1929) hat
lt;lie Infektion und weitere Entwicklung der Rhizomorphen untersucht bei Juglans regia,
Prunus persica, Prunus cerasifera, Firus communis, Daucus carota, Pastinaca sativa,
Dahlia epec. und Solanum tuberosum Wie alt die von ihm benutzten Bäume waren, und
auf welche Weise er die Infektionsversuche anstellte, erwähnt er nicht.

M. C. Rayner (1930)») hat Versuche an Koniferen (Finus laricio var. Corsicana
London und Pseudotsuga Douglasii Carr.) in sterilen Erlenmeyer- und Topfkultnren ange-
stellt. Aus ihren Versuchen geht hervor, daß die verwendeten Koniferen in den sterilen
Kulturen während der ersten Monate nicht von Armillaria befallen wurden ; indessen waren
sie nach Verlauf eines Jahres alle krank. In den T 0 p f k u 11 u r e n war nach Verlauf
von drei Jahren noch keine Spur von Pilzbefall zu sehen. Im Gegensatz zu den Resultaten
H a r t i gs kann man aus diesen Versuchen ersehen, daß Keimpflanzen wenigstens von Pinns
und Pseudotsuga als Material für künstliche Infektionsversuche benutzt werden können.

Die folgenden A^ersuche beziehen sich auf künstliche Infektionen bei
jungen Bäumen und Kräutern.

einjährige Aesculus llippocastanum .... (2ß „ ),
einjährige Fagus sylvatica.......(40 „ ).

Die benutzten Kräuter waren: Lepidium sativum, Daucus carota, Pastinaca sativa,
Pisum sativum.

Von den Kräutern und 1- und 2jährigen Kiefern wurden Topfkulturen hergestellt.
In die Töpfe wurde stark mit Armillaria infizierter Waldboden gebracht. Diesem Boden
wurde zugleich noch infiziertes Holz (siehe ZAveigkulturen, Seite 467) beigemischt.

Die übrigen Bäume wurden im Garten ausgepflanzt. Der Gartenboden war sehr
wahrscheinlich frei von Armillaria mellea. 50 7o der Bäume wurden mit in Agarböden

1) Diese Arbeit erschien erst nach Abschluß des experimentellen Teiles, so daß ich
bei meinen Versuchen keine Rücksicht darauf nehmen konnte.

gewachsenen Rhizomorphen, die anderen 50 quot;/o mit von Rhizomorphen durchwachsenen
Holzstückchen infiziert. Die Infektion geschah dadurch, daß die Bäume am Wurzelhals
verwundet und die Agarkulturen bzw. Holzstückchen auf die Wundstelle gelegt wurden.

Aus den Versuchen ergab sich, daß eine künstliche Infizierung jüngerer
Bäume und Sträucher nicht eintritt. Von den in Gartenboden gebrachten
Agarbödenkulturen war nach einem Jahre nichts mehr vorzufinden.
Auch bei den in Gartenboden gebrachten infizierten Zweigstückchen war
nicht die geringste Spur eines weiteren Auswachsen des Mj'zels oder einer
Infektion zu bemerken.

In den Töpfen dagegen war in einigen Fällen eine geringe Ehizo-
morphenbildung aufgetreten. Die von mir untersuchten Kräuter haben
durch diese Rhizomorphen nicht die geringste Schädigung erfahren. Bei
den 1—^2jährigen Kiefern hat sich nur in einem Falle und bei den 2jährigen
Kiefern in 3 Fällen auf einigen Wurzeln ein weißes Myzel gebildet. Die
Wurzeln sahen aber nach einem Jahre noch sehr gesund und frisch aus,
keine der jungen Kiefern war an Armillaria zugrunde gegangen.

Obwohl keine Ehizomorphen nachgewiesen werden konnten, blieb die
Möglichkeit einer Myzelinfektion bestehen. Bei einer nachher an den
Wurzeln vorgenommenen anatomischen Untersuchung konnte aber die An-
wesenheit von Myzel nicht festgestellt werden.

Da Armillaria mellea in Wäldern, Anlagen, Baumanpflanzungen usw.
großen Schaden verursacht, sind Mitteilungen über Versuche zur Erlangung
von Bekämpfungsmitteln in der Literatur nicht ausgeblieben.

Die von Brefeld (1877) angegebene Bekämpfungsmethode ist sehr lange die einzige
gewesen und findet, weil sie praktisch ausführbar ist, noch immer Anwendung. Dabei
werden die durch Armillaria befallenen Bäume umgehackt und die Wurzelstümpfe aus-
gerodet (Infektionsherde!).

Der Infektionsherd wird durch eine tiefe Grabenrinne rings um die betreffende Stelle
isoliert. Diese Methode wird von den meisten späteren Autoren erwähnt, wie z. B.
L. B. Hesler and H. H. Whetzel (1917), W. H. Rankin (1918), Forestry Com-
mission (1921), W. Small (1923), A. H. Hendrickson (1925), 19th Annual Report
of the New York State conservation (1928) usw.

Hinsichtlich einer chemischen Bekämpfung liegen ebenfalls mehrere Untersuchungen
vor. Als Bodendesinfektionsmittel werden genannt: FeS04, CuSOi, Bordeausche-Mischung,
CS.^, Formalin, KMnO^-LSsungen.

Die Daten über erforderliche Konzentration und Zusammensetzung der verschiedenen
Lösungen gehen weit auseinander:

1) Eiaensulfat als Bodendesinfektionsmittel: M. Gard (1926)
empfiehlt eine 30 quot;/o Eisensulfatlösung mit Zusatz von 1 Schwefelsäure, G. Q u i n n
(1924) und Fruit world of Australasia (1925) sprechen über die toxischen Wirkungen
einer starken Eisensulfat-Lösung.

2. Kupfersulfat als Bodendesinfektionsmittel: M. Gard (1925)
gebraucht eine 10®/« Kupfersulfat-Lösung; dagegen benutzen H. P. Barrs (1923),
W. N. Carne (1926), J. G.-C. (1927) die Bordeausche-Mischung.

3.nbsp;Schwefelkohlenstoff als Bodendesinfektionsmittel. Dieses
Mittel wird erwähnt in Plant Pathology (1924) und von H. S. Fawcet (1925), J. G.-C. (1927),
L. Ravaz (1929). Eavaz gebraucht 100 g Schwefelkohlenstoff pro Quadratmeter.

4.nbsp;Formalin undKaliumpermanganat als B o d e n d e s i n f e k t i o n s-
mittel: Hierüber berichtet M. Gard (1926). Beide Stoffe sind in einer 2 % Lösung zu
verwenden.

Aus den mitgeteilten Resultaten dieser Untersuchungen läßt sich
folgern, daß eine direkte Bekämpfung des Pilzes sehr schwierig ist Für
einzelne Bäume oder kleine infizierte Stellen in Gärten oder Anlagen
sind die erwähnten Stoffe zwar vorteilhaft zu gebrauchen, aber für größere
Gebiete ist das praktisch unmöglich.

Für den Waldbau ist es nun aber notwendig, billige Bodendesinfektions-
mittel zu finden, welche schon in kleinen Konzentrationen das Myzel und
die widerstandsfähigeren Rhizomorphen töten. Da die toxische Wirkung
der von mir benutzten Quecksilberverbindungen HgCla, Uspulun und Ger-
misan im großen und ganzen gleich ist, indem sie schon in geringer
Konzentration sehr schädlich auf den Pilz wirken, wurden vor allem mit
Uspulun als dem geeignetsten Mittel neue Versuche angestellt.

In 100 ccm Erlenmeyerkolben wurde gebracht: für Versuchsreihe a 25 ccm Ulmen-
holzdekokt, für Versuchsreihe b je 25 ccm einer 0,005 0,01%, 0,03 7o und 0,06»
Ulmenholzdekokt-Uspulunlösung. Für jede Reihe wurden 15 Erlenmeyerkolben genommen
und in jeden ein mit Rhizomorphen durchwachsenes Zweigstückchen von 3 cm Länge
gebracht. Nach 6 Monaten ergab sich das folgende Büd:

In der Ulmendekoktlösung bildeten sich Myzel, Rhizomorphen und
Fruktifikationen. Mit 0,005% Usjmlun fand keine Myzel- und Rhizo-
morphenbildung statt, wohl aber bildeten sich einige Fruchtkörper auf
dem Holz. Doch unterblieb auch diese bei Anwendung stärkerer Uspulun-
lösungen. In der Kulturlösung mit 0,06 ist alles abgetötet. Aus dieser
Versuchsreihe sieht man, daß zum Vernichten der Rhizomorphen im Holz-
innern die Uspulunkonzentration zirka zehnmal stärker sein muß, als es
zum Töten des freien Myzels notwendig ist.

Versuche, bei denen der Pilz auf Sägemehl gezüchtet wurde, ergaben
ungefähr das gleiche Resultat. Weil ebenso, wie im Sägemehl, auch im
Boden ein Teil der Lösung adsorbiert wird, wurde für zwei Bodenarten,
nämlich lockerer Waldboden und Gartenboden, untersucht, wie stark die
Uspulunlösungen für Bodendesinfektion sein müssen.

Gläser von 250 ccm Inhalt wurden mit den zwei verschiedenen Bodenarten gefüllt.
Nach SterUisation wurden in jedes Glas vier stark infizierte und mit Rhizomorphen durch-
wachsene Ulmenzweigstücke gebracht und 25 ccm einer Uspulunlösung in verschiedenen
Konzentrationen zugefügt. Der Erde in den Kontrollversuchsgläsern wurden, um die
gleichen Feuchtigkeitsbedingungen zu schaffen, 25 ccm Wasser zugefügt. Die zugesetzten
Uspulunkonzentrationen waren: 0,008»/o, 0,016%, 0,03%, 0,067o, 0,2 7«, 0,47^, 0,67o,
0,8%, l-'/o-

Je Einzelversuch wurden sechs Gläser genommen. Zur gleichen Zeit wurden auch
Bodendesinfektionsversuche mit Topfkulturen gemacht.

Als Bodendesinfektionsmittel kamen nebeneinander Uspulun und HgClj zur Ver-
wendung, weil bekannt ist, daß HgClj die Pflanzen viel stärker schädigt, als Uspulun.
Die giftige Wirkung der beiden Stoffe untersuchte ich bei ein- und zweijährigen Kiefern.
Die Töpfe wurden mit 1000 ccm Wald- oder Gartenerde gefüllt. In jeden Topf wurden
zehn stark infizierte Ulmenzweigstücke gebracht und in den derart infizierten Boden die
jungen Kiefern gepflanzt. Die Topfkulturen wurden sodann mit 100 ccm Uspulunlösung
von der Konzentration 0,008«/,, 0,016 «/o, 0,03 »/o, 0,06o,„, 0,2 »/o, 0,4quot;/„, 0,6 «o, 0,8 »/o und
lo/o Übergossen.

Waldboden: Starke Riiizomorphen- und Fruchtkörperbildung trat in
den Kontrollversuchen und in den Gläsern auf, auf denen eine 0,008 %
und 0,016 7« Uspulunlösung zugefügt worden war. Die Beifügung einer
0,06 Uspulunlösung setzte die Rhizomorphenbildung stark herab. Bei
0,6, 0,8 und 1 Uspulunlösung hatte das ins Holz eingedrungene Toxicum
alles abgetötet.

Die Versuche mit Gartenboden zeigen gegenüber den Waldboden-
versuchen eine viel höhere Empfindlichkeit der Rhizomorphen- und Frucht-
körperbildung. Schon nach Zugabe einer 0,06 Uspulunlösung bleibt die
Rhizomorphenbildung ganz aus.

Hierbei spielen wohl zwei Faktoren eine Rolle. Wie schon auf S. 465
gezeigt wurde, bilden sich die Rhizomorphen in lockeren, sauerstoifreichen
Nährböden (Brotkulturen) besser als in festeren Substraten aus. Außerdem
sind im Waldboden in höherem Maße als im Gartenboden holzige Bestand-
teile vorhanden, die natürlich einen größeren Teil des Desinfektionsmittels
absorbieren. Dies schließt natürlich nicht generell ein, daß in der Natur
Waldböden für Rhizomorphen ein besseres Substrat bilden als Gartenböden.

Nach acht Monaten wurden die Töpfe geleert. Es zeigte sich, daß
sich zwar in vereinzelten Töpfen hier und dort sehr kleine Rhizomorphen
entwickelt hatten, aber stets nur auf den zugefügten Holzstückchen.

Was die Wirkung des HgCla angeht, so steht dieser Stoif hinsicht-
lich seiner desinfizierenden Kraft der des Uspuluns gleich, ist aber für
die Bäume viel schädlicher als Uspulun. Schon die Beifügung einer 0,2
Sublimatlösung führte zum Absterben von fünf Kiefern bei einer Gesamt-
zahl von 10 Topfkulturen. Wenn man 0,4 7o und höhere Sublimatkonzen-
trationen zufügte, wurden alle jungen Kiefern getötet.

In allen Fällen waren die Wurzeln ganz von einem Penicilliiini-Myzel
bedeckt, vermutlich, weil durch das Sublimat alle anderen im Boden an-
wesenden Pilze getötet worden waren.

Uspulun wirkt erst in einer 0,8 quot;/q Lösnng schädlich für die
Kiefern. In den zehn Topfkulturen waren bei dieser Konzentration drei
Kiefern getötet, welche ebenfalls von Fenicilliinn sp. befallen waren. In
der Kultur mit einer 1 quot;/o üspulunlösung wurden fünf junge Kiefern
getötet. Es scheint, daß bei Überschreitung der eben noch erträglichen
Dosis die toxische Wirkung schädigender Stoffe schon bei geringen Kon-
zentrationserhöhungen sehr stark zunimmt.

Aus dem Unterschied zwischen der Rliizomorphenentwicklung der
Glas- und der Topf kulturen sieht man ferner, daß die Frage, inwieweit
Rhizomorphen gesunde junge Bäume infizieren können, nur gelöst werden
kann, wenn man die Umstände so wählt, daß die Rhizomorphen sich gut
entwickeln, und das ist nur in den oben erwähnten Glaskulturen der Fall.

Weder die Topfkulturen noch die im freien Garten angestellten Ver-
suche geben ein richtiges Bild, weil in keinem dieser beiden Fälle die
Bedingungen sowohl für die Rhizomorphenentwicklung als für die Infektion
so sind, wie sie in der Natur vorzuliegen scheinen. Gelingt es deshalb,
Keimpflanzen zu züchten in einem Boden, in Avelchem sich Rhizomorphen
zu bilden vermögen, so wird eine eventuelle Beobachtung der Infektion
bei der VerAvendung von Glasgefäßen sehr erleichtert, da man durch die
Gefäßwände hindurch das Eindringen der Rhizomorphen beobachten kann.

Obwohl übrigens die Infektion mittels Rhizomorphen meines Erachtens
die häufigste ist, kann auch eine Infektion durch Myzel stattfinden, wie
nämlich aus deu Untersuchungen Rayners (1930) hervorgeht. Sie hat
in ihren Kulturen nur Myzelentwicklung konstatiert; trotzdem Avurden die
Wurzeln infiziert.

Zum Schluß sei zur Bekämpfung von kleinen, begrenzten, von Ar-
miUm-ia infizierten Stellen folgendes empfohlen:

Man isoliere die infizierten Stellen durch eine IVa bis 2 m tiefe
Grabenrinne. Die befallenen Bäume muß mau umhacken, die Wurzelstümpfe
ausroden und verbrennen. Dann wird der Boden tief umgegraben, und die
im Boden vorhandenen Holzreste und Rhizomorphen entfernt und ver-
brannt. Nunmehr wird der Boden mit einem Bodendesinfektionsmittel
behandelt:

1.nbsp;Von Uspulun oder Sublimat genügen 20 Liter einer 0,G 7oigen
Lösung je Quadratmeter oder

2.nbsp;Von Sclnvefelkohlenstoff genügen 100 g je Quadratmeter (Ravaz,
1929) oder

3.nbsp;Eine 10 7o Kupfersulfatlösung, wie sie von Gard angegeben
wird, ist meines Erachtens besser nach Zusatz von Kalziumoxyd
zu verwenden, Aveil diese Mischung länger vom Boden festgehalten
Avird und nicht so rasch Avie eine zusatzfreie Kui)fersulfatlösung
ausgeAvaschen Avird.

Aus den in Abschnitt 3 erwähnten Ergebnissen ist ersiciitlich, daß
das Wachstum von Ärmillaria mellea in Abhängigkeit von der WasserstoiF-
ionenkonzentration seinen Ausdruck in einer Optimumkurve findet.

Das Wachstum ist optimal bei pH 5, um in der Richtung der höheren
pH-Werte abzunehmen. Bei pH 8,6 ist überhaupt kein Wachstum mehr fest-
zustellen. Es schien daher interessant, zu untersuchen, inwieweit auch die
Wasserstoffionenkonzentration im Boden ihren Einfluß auf das Wachstum
des Myzels und der Rhizomorphen von Ärmillaria mellea geltend macht.
Dazu wurden besonders solche Gebiete ausgewählt, in denen saure und
alkalische Böden nebeneinander zu erwarten waren, wie z. B. in der Nähe
des Meeres (s'Gravenhage, Bergen aan Zee, Aerdenhout, Eemnes buiten)
oder in Gegenden, welche durch ein gleichzeitiges Vorkommen verschiedener
Erdschichten nebeneinander gekennzeichnet sind, wie z. B. Teile von Limburg.

Hierbei wurden möglichst die Karten des „Eijks Geologische Dienstquot; benutzt, weil
hier die Grenzen zwischen kalkarmen und kalkreichen Gebieten, wenn auch etwas schematisch,
angegeben sind. Die bei Bergen aan Zee gelegenen Gebiete wurden an Hand der von
Bijhouwer (1926) angegebenen Daten ausgewählt. Innerhalb eines Gebietes wurden
an verschiedenen Stellen Grundproben entnommen, nachdem zuvor die Gras- und Moosschicht
entfernt worden war. An jeder Stelle wurden zwei Bohrungen ausgeführt und jeweils bei
der ersten Bohrung der Erdschicht von 0—15 cm, bei der zweiten Bohrung der Erdschicht
von 15—30 cm eine Probe entnommen. Auch ist darauf geachtet worden, daß die ausge-
wählten Stellen sich nicht durch irgendwelche Besonderheiten von der Gesamtumgebung
unterschieden (Beschattung, Wassergehalt usw.), (vgl. N e m e c und K v a p i 1 1927), weil
man sonst Unterschiede feststellen würde, die dem wirklichen Zustand nicht entsprechen.

Alle Proben wurden Anfang November 1930 gesammelt. Dies muß hervorgehoben
werden, weil nach einigen Forschern [H. Kurz (1923), E. J. Salisbury (1924),
Bijhouwer (1926)] die obere Bodenschicht im Spätherbst saurer reagiert als im Frühjahr.

Die Proben wurden in gut abgeschlossenen Glasröhren aufbewahrt und zur Unter-
suchung dem „Bodemkundig Instituut Groningenquot; übergeben.

Die mir von Dr. Hissink überlassenen Daten beziehen sich auf: a) Beschaffenheit
der Probe, b) CaCOs-Gehalt in trockenen Proben, c) CaCOg-Gehalt in Trockensubstanz,
d) Wassergehalt, e) H-Ionenkonzentrationen. Außerdem Avurden die Proben des „Zuider-
zeequot;-Gebietes noch auf ihren Kochsalzgehalt analysiert.

Die Bodenproben wurden besonders auf Kalziumkarbonat- und Natriumchlorid-Gehalt
untersucht, denn aus Seite 486 und 488 geht deutlich hervor, welchen Einfluß Kalzium.
Chlorid, Natriumchlorid- u. a. Salze haben. Außerdem war auch im Freien ohne weiteres eine
Hemmung des Wachstums von Ärmillaria mellea in der Nähe des Meeres (hoher NaCl-
und CaCOg-Gehalt) bemerkbar (s. S. 499).

Da man sich noch nicht über die besten Methoden zur Untersuchung der Zusammen-
setzung von Bodenproben hat einigen können, müssen die hier angewendeten Methoden
näher erwähnt Averden, weil erst dann die Resultate der Bodenuntersuchungen beurteilt
werden können. Der Karbonat-Gehalt wurde mit der P a s s 0 n sehen Methode (ähnlich
der von Bijhouwer (1926) benutzten Scheibler sehen Methode) aus der Menge des bei
Zufügung von Salzsäure entstandenen Kohlendioxyds berechnet. Da die Salzsäure ziemlich
konzentriert sein muß, lösen sich fast alle Karbonate. Die Kalziumkarbonatmenge muß sich

auf diese Weise berechnen lassen, wenn man annimmt, daß alles Kohlendioxyd an Kalzium
gebunden ist (Commissie Proefpolder Andyk 1929). Der holländische Boden enthält kein
^IgCOs, eine COj-Verbindung, die an anderen Orten noch in Betracht kommen könnte. (Versl.
Rykslandb. Proefst. 1920.) Der Wassergehalt wurde durch Ausglühen des Bodens bestimmt.

Die Säuregrad-Bestimmung ist mit den meisten Schwierigkeiten behaftet. Da schon
die Art der Bodenentnahme einen Einfluß ausübt, ist auf Seite 498 erwähnt, wie in unserem
Falle die Proben entnommen wurden. Von einer lufttrockenen Probe wurde ein möglichst
konzentriertes Filtrat hergestellt, dessen pH mittels der Chinhydron-Elektrode bestimmt
wurde. (Siehe dazu eine vergleichende Untersuchung über diese und die kolorimetrische
H-Elektroden- und Sb-Elektromethode in Soil-Research, 1930. Für die Verwendbarkeit der
verschiedenen Methoden vgl. z. B. R. M. B a r n e 11 e , D. J. H i s s i n k and J a c. v. d.
Spek, 1924, J. M. Kolthoff, 1923, Nemec und Kvapil, 1926, W. A. J. Oosting,
1929, W. L e h m a n n , 1930.)

C. Ergebnisse der Bodenuntersucliungen.
Es folgen nunmehr die Resultate der Bodenuntersuchungen an den
verschiedenen Stellen.

Untersucht wurde der Damm bei der ,,Gooyersgrachtquot;, welcher die „Meentquot; von dem
„Noordpolder te Veenquot; abgrenzt. Einige Male im Jahre wird bei hohem Wasserstand der
Zuiderzee das Meerwasser bis zum Damm aufgestaut. In Zusammenhang damit nimmt
der Karbonat- und Natriumchlorid-Gehalt zu (s. auch A. A. ter Haar, 1907

In den Wäldern gleich hinter dem Deich, welche niemals vom Meere überschwemmt
werden, waren beinahe alle Bäume von Armillaria befallen. In der Umgebung des Deiches
sind die meisten Bäume von mehreren sekundären Holzpilzen infiziert.

Man findet am Deich entlang von Westen nach Osten drei Bodenarten: Sand, Nieder-
moor und jungen Seeton.

Das pH ist überall etwa 7. Nur in Probe 16 wurde Kalziumkarbonat gefunden.
Der Kochsalz-Gehalt ändert sich stark. Man beobachtet, daß dort, wo eine Kombination
von zähem Ton und einem Natriumchlorid-Gehalt von 0,06 «/o gefunden wurde keine Armil-
laria vorkommt. Wenn der Boden sandig wird, ist auch der Armillaria-Befall stärker. In
der Umgebung von Probe 7 ist kein Baum mehr frei von Armillaria. Es ist bekannt, daß
sowohl Natriumchlorid, Kalziumkarbonat, als auch andere Stoffe in leichteren Böden viel
schneller als in schwereren Böden ausgewaschen werden. Hierauf sind wohl auch die
Unterschiede im Vorkommen von Armillaria teilweise zurückzuführen.

Aerdenhont (bei Haarlem). Das Gobiot liegt zwiscüon „Strandpaalquot; 66 nnd 69.

Alter Dünensand
in den tieferen Lagen
mit Muschelschutt,
die höheren Lagen
verwittert und aus-
gelaugt

Gleichfalls ist dieser Umstand die Ursache davon, daß keine Unterschiede zwischen
den Proben aus 0—15 cm und solchen aus 15 - 30 cm Tiefe festgestellt wurden. Nur in
einigen Fällen, wo der Unterschied größer war, ist er in der Tabelle 24 angegeben.

Der Prozentsatz der armiUariakranken Bäume in den ausgelaugten Gründen ist viel
höher als der im jüngeren Dünengebiet, was auf den Nährsalzverlust der ersteren zurück-
zuführen ist. Möglicherweise kann der stärkere Befall aber auch dadurch erklärt werden,
daß die alten Gebiete mit Bäumen bepflanzt sind und eine Humusbildung stattgefunden
^at, die eine Steigerung des Säuregehaltes des Bodens zur Folge hat. (So berichtet Aal-
tonen 1925, daß die Reaktionen der Waldböden im allgemeinen zwischen pH 3,5 und 5,5
Hegen). Demgegenüber ist der andere Boden nur mit jungem Gestrüpp bewachsen und
weist daher nur geringe oder gar keine Humusbildung auf.

Man findet im Dünengebiet nur wenig Fruchtkörper. Eine Ausbreitung der Krank-
heit durch Sporen ist deshalb praktisch ausgeschlossen. Armillaria mellea ist daher in
trockenen Gebieten auf Verbreitung durch Rhizomorphen angewiesen, die sich, obwohl
trockenresistent, jedoch nur langsam weiterentwickeln.

Einzelne Apfelbäume stark
von Rhizomorphen be-
fallen, einzelne Frucht-
körper

Das Gebiet in Limburg wurde untersucht, weil man auch hier karljonathaltige Böden
vorfindet. Es fällt auf, daß der Boden viel saurer ist, als man erwarten möchte. Proben
34 und 35 sind einem Mergelhügel entnommen und liegen nur 20 Meter auseinander.
Hieraus sieht man, wie gefährlich es ist, aus einzelnen Proben ein ganzes Gebiet beurteilen
zu wollen.

Abgesehen von einigen Stellen ist der Prozentsatz der von Armillaria befallenen
Bäume (Tabelle 26) sehr klein.

Der Unterschied zwischen Probe 20 und 21 ist auffallend, da beide dasselbe pH auf-
weisen, so daß man meinen könnte, die Anwesenheit von Armillaria sei nur vom Kalzium-
gehalt abhängig. Dem widerspricht aber Probe 23, die deutlich sehen läßt, daß auch ein
großer Kalziumgehalt im Boden die Armillaria-Entwickhmg nicht ausschließt.

Der Armillariabetiül ist in Baarn (Tabelle 27) viel stärker als in allen anderen unter-
suchten Gebieten. Fagus sylvatica und Quercus robur sind am heftigsten angegriffen, dann
Picea und vereinzelt auch Pinus.

Bergen aan Zee. Gebiet am Hauptweg zwischen „Strandpaalquot; 33 und 35.
Nach B i j h 0 u w e r ist hier das pH 7,2—7,6 und der Ca-Gehalt 10—30 %. ÜberaU findet
man Ärmillaria, des öfteren auch fruktifizierend. Bei „Strandpaal« 34 waren die Bäume
stark erkrankt; die hier entnommene Probe ergab ein pH von 6,37 und einen Ca-Gehalt
= 0, während Bijhouwer für dieses Gebiet ein pH von 7,2—7,6 und einen Ca-Gehalt
von 10-30 o/o angibt. (Hieraus folgt wiederum, daß sich nur schwerlich aus einzelnen
Bodenproben Schlußfolgerungen für ein ganzes Gebiet ziehen lassen. Die „Heerenweidequot;
bei „Strandpaalquot; 35 ist mit Sträuchern (Qucrais robur) bewachsen. Das pH (nach Bij-

's Gravenhage: G e b i e t A. Zwischen „Strandpaalquot; 102 und 105 (Scheveningen gt; Kykduin).
Karte: „Ryks Geologische Dienstquot; 30. 's Gravenhage Kwartblad III. 1925.

's Gravenhage: Gebiet B. Zwischen „Strandpaalquot; 95 und 98.
Karte: „Ryks Geologische Dienstquot; 30. 's Gravenhage Kwartblad IV. 1925.

Sandboden mit
etwas mehr
Humus und
einigen Pflanzen-
resten
Sandboden
mit sehr wenig
Humus

') Die fett gedruckten Daten zeigten bei der Bestimmung ein schnell sich änderndes
pH, wie es nach S. G. Heintze and E. M. Crowther (1927) manganhaltige Boden-
proben tun.

Grenzgebiet: Auf-
gestaute, prae-
glaziale und linsen-
förmige Lage von
sandigem Kies und
gemischtem Lehm
in dem Fluvial-
glazialen Mantel

Aufgestaute, prae-
glaziale, mittelkör-
nige, bis grobe Sande
(Reduzierte Grund-
moräne)

Linsenförmige Lage
von sandigem, mit
Kies gemischtem
Lehm in dem
fluvialglazialen
Mantel

Außergewöhnlich stark in-
fiziertes Gebiet. Alle
Stämme infiziert, von
unten bis oben mit Frucht-
körpern besetzt

Außergewöhnlich stark
infizierte Bäume von Fa-
gus sylvatica. Sehr zahl-
reiche Fruchtkörper auf
den Wurzeln

houwer) ist hier 7,2—7,6 und 7,0-7,1. Der Ca-Gehalt 10—30%. Der Dünensand
enthält sehr wenig Humus, aber viel Muschelschutt. Die Sträucher waren mit Armillaria
befallen. Auch hatten sich Fruchtkörper auf den aus dem Dünenhügel herausragenden
Wurzeln entwickelt.

Im großen und ganzen ergibt sich aus dem eben mitgeteilten, daß
Armillaria sich sehr gut entwickelt in leichten, sauren Böden (Baarn),
weniger gut in leichten alkalischen Böden ('s Gravenhage, Aerdenhout)
und in schweren, sauren und alkalischen Böden (Limburg), daß der Pilz
aber nicht mehr bestehen kann in schweren, alkalischen Böden, die außer-
dem noch Natriumchlorid enthalten (Zuiderzee).

Das Leuchten des Holzes ist eine schon seit langem bekannte Erscheinung. Den
älteren Forschern aber, wie z. B. Placidos Heinrich (1815), war es noch unbekannt,
wie das Leuchten der Pilze zustande kommt. Jedoch hat schon er einige interessante Ver-
suche angestellt, bei denen er das Leuchten des Holzes in verschiedenen Flüssigkeiten und
Gasen (Wasser, Äther, Alkohol, Stickstoff, Kohlensäure usw.) studierte. Er kommt zur
Annahme, daß das Leuchten von der Menge des anwesenden Sauerstoffs abhängig ist. In
Übereinstimmung hiermit hat R. G u y o t (1927) festgestellt, daß die Anaesthetika (welche
bekanntlich die Wirkung von Oxydasen hemmen) die Leuchtfähigkeit herabsetzen oder
gänzlich aufheben. Aber auch Antiseptika, wie Phenole und Phenolderivate, Radium usw.

haben denselben Effekt, sodaß in diesen Fällen auch eine direkte Plasmaschädigung eine
Rolle spielen kann.

Weiter ist zu erwähnen, daß im Jahre 1853 J. F. H e 11 e r darauf hinwies, daß
Pilze die Ursache des Holzleuchtens seien.nbsp;'

Brefeld (1877) ist wieder der erste, der das Leuchten tou Armillaria mellea in
Petrischalen beobachtet hat. Er beschreibt, wie zuerst die Rhizomorphen zu leuchten be-
ginnen, wenn sie aus dem Nährboden herausragen; dieses Leuchten ist gering, wird aber
stärker, sobald eine Hyphenbildung an den Rhizomorphen stattfindet, weil ' auch diese
Hyphen das Leuchtvermögen aufweisen. Auch beobachtete er, daß das'Leuchten aufhört,
sobald die Rhizomorphen eine braune Farbe annehmen.

Molisch (1904) gibt über diese Fragen eine ausführliche Literaturzusammen-
fassung. Zugleich fragt er sich, ob das Leuchten von dem Faulen des Holzes, also von
einem chemischen Prozeß, oder von einem physiologischen Prozeß (in der Weise, daß das
Leuchten vom Pilze selbst verursacht wird) abhängig ist. Er meint, daß die letzte Auf-
fassung die richtige ist, daß also nicht Bakterien die Ursache des Leuchtens sind. Auch
G u y 0 t (1927, 1928) kommt zur gleichen Ansicht, weil über leuchtendes Mycel gegossenes
Wasser nicht leuchtet, obwohl das Leuchten des Myzels aufhört. Auch können keine
Bakterien in dem Wasser nachgewiesen werden.

Ferner stellt M o 1 i s c h fest, daß das Leuchten nur stattfindet bei Anwesenheit von
Sauerstoff und deshalb als ein oxydativer Prozeß anzusehen ist. (Siehe oben.) Auch hat
Molisch das Spektrum des vom leuchtenden Pilz produzierten Lichtes untersucht und
festgestellt, daß ein kontinuierliches Spektrum vorliegt. Höhere Pilze haben im Vergleich
zu Bakterien ein sehr schmales Spektrum. Bei Pilzen dominieren die grünen Strahlen,
nach der Seite von Gelb und Grün findet eine starke Intensitätsabnahme statt.

' Nur beiläufig wird das Leuchten des Pilzes beschrieben von 0. Mez (1908) und
B u 11 e r (1924).

Im Abschnitt 4 des morphologischen Teiles wurde der Einfluß ver-
schiedener Nährböden auf das Wachstum von Armillaria mellea behandelt.
In Verbindung mit diesen Untersuchungen konnte ich auch feststellen,
welchen Einfluß dieselben Nährböden auf das Leuchtvermögen des
Pilzes hatten.

Bothe (1928) gibt an, daß die äußeren Umstände auf das Leuchten
des Pilzes einen viel größeren Einfluß als auf sein Wachstum ausüben.
Weiter stellt er fest, daß bei Anwesenheit von Alkalichloriden, -Sulfaten
und -nitraten ein stärkeres Leuchten als bei Anwesenheit von Ammonium-
salzen zu beobachten ist. Auch mit 0,001—0,00001 quot;/q Zinksulfatlösung,
mit Glyzerin oder Fruktose statt Saccharose kann ein erhöhtes Leuchten
erzielt werden.

In Übereinstimmung damit leuchtete auf den von mir untersuchten
Agarböden das Myzel auf Pepton-Glukose-Saccharose-Agar, Bierwürze-Salep-
Agar und X-Agar (in 807o der Kulturen wurde das Leuchten wahr-
genommen). Dann folgen Bierwürze und Sabouraud-Agarkulturen. Hier
leuchteten 60 quot;Z,, der Kulturen. Auf Kirschagar Avurden nur in einigen
Fällen kleine leuchtende Stellen beobachtet; stets waren dies nur Ehizo-
morphenspitzen.

Wenn man diese Tatsachen mit dem in Abschnitt 4 (S. 466) des
morphologischen Teiles Mitgeteilten vergleicht, so sieht man, daß die Bildung
von Fruchtkörpern und das Leuchten einander parallel verlaufen. Dies
ist z. B. deutlich aus den Versuchen mit Brotkulturen ersichtlich. Allgemein
wird angegeben (Molisch 1904, Kniep 1911, Bothe 1928, Falck
1930, u. a.), daß Armillaria sich am besten auf Brotböden entwickelt;
tatsächlich wurde in diesen Fällen sehr starkes Leuchten beobachtet. Auf
Bierwürze und Sabouraud-Agar bildeten sich nur selten Fruchtkörper,
obwohl die Myzel- und Rhizomorphenbildung nicht hinter der von Kulturen
auf Pepton-Glukose-Saccharose-Agar, Bierwürze-Salep-Agar und X-Agar
zurücksteht. Auch die Prozentzahl „Leuchtenquot; war in Übereinstimmung
mit dem oben Gesagten kleiner. Es sieht so aus, als ob die für die
Fruchtkörperbildung weniger günstigen Wachstumsbedingungen auch eine
Erniedrigung der Prozentzahl „Leuchtenquot; bedingen. Bei Kirschagar ist
die Luftmyzelbildung sehr gering, dagegen findet man reiche Rhizomorphen-
bildung. Es zeigt sich, daß die beobachteten leuchtenden Punkte von
Rhizomorphen herrühren, die aus dem Agar hervorragen.

Es ist bekannt, daß das Leuchten von Armillaria auf künstlichen
Nährböden nicht überall gleich stark ist. Einige Stellen leuchten stark,
andere wenig oder gar nicht. Bothe sagt hierzu: „Dies rührt wohl daher,
daß beim Agaricus melleus Myzel und Rhizomorphen nebeneinander vor-
handen sind, die selbst verschieden stark leuchten.quot; Aus dieser Bemer-
kung geht m. E. keine Erklärung für die Tatsache, daß in einem gleich-
mäßig ausgebildeten Luftmyzel eine Stelle gut, eine andere
schwach oder gar nicht leuchtet, hervor.

In Zweigkulturen wurde ein starkes Leuchten beobachtet. Die Her-
stellung dieser Kulturen ist in Abschnitt 4 des morphologischen Teiles
schon mitgeteilt. Nachdem diese Kulturen 11 Tage bei 25° C gezüchtet
waren, war das erste Leuchten zu sehen. Dabei leuchtet nicht das ganze
Pilzgewebe gleichmäßig; vielmehr kann man nach einiger Zeit deutlich
feststellen, daß nur die Rhizomorphenspitzen und das Myzel, das sich an
der Oberfläche entwickelt hat, leuchten.

Auf flüssigen künstlichen Nährböden wurde ein Leuchten niemals
gesehen. Sehr wahrscheinlich rührt das daher, daß die Wachstumsbedin-
gungen in diesem Falle ungünstig sind, was z. B. auch daraus ersichtlich
wird, daß durch das erforderliche regelmäßige Überimpfen des Myzels auf
die flüssigen Nährböden die Rhizomorphenbildung gehemmt wird, um
schließlich ganz zu verschwinden. Impft man das Myzel ohne Rhizomorphen
wieder auf Agarböden oder Holzsubstrat, dann bilden sich die Rhizomorphen
von neuem. Sie sind erst klein und dünn, aber bei regelmäßigem Über-
impfen entwickeln sie sich nach und nach völlig normal. Die Parallelität
der Entwicklung von Rhizomorphen und das Vermögen des Leuchtens
bietet schon eine mögliche Lösung des Problems. So entwickelte sich auf

Maismehl-, Hafermalz- und Erdnußagar-Nährböden wohl ein gutes Myzel,
aber keine Rhizomorphen, und hier konnte auch kein Leuchten festgestellt
werden. Es wäre nicht unmöglich, daß es einen Stoff gibt, dessen An-
oder (bei Hemmung) Abwesenheit das Leuchten bedingt und der das Ver-
halten des Pilzes auf allen drei genannten Nährböden erklärt.

Außerdem hätte man hier vielleicht ein gutes Objekt, um die Fak-
toren, von denen das Leuchten abhängig ist, feststellen zu können.

Über den Einfluß von verschiedenen Gasen und Gasdrucken auf das Wachstum von
Pilzen liegen mehrere Untersuchungen vor.

Eine ausführliche historische Literaturübersicht mit kritischen Betrachtungen gab
Bavendamm (1927). Es sei deshalb nur folgendes gesagt: R. Palck (1926) hat die
Vermutung ausgesprochen, daß Basidiomyceten anaerob leben können, „worauf schon aus
ihrem Wachstum im Kernholz lebender Bäume unabhängig von jeder Luftzufuhr geschlossen
werden kannquot;.

Münch kommt in seinen Untersuchungen (1907, 1908) zur Schlußfolgerung, daß
nur das Wasser bzw. der Luftgehalt des Holzes ausschlaggebend für Pilzbefall sind. Die
meisten Pilze sind sehr sauerstoffbedürftig und nicht fähig, in wassergesättigtes Splint-
holz einzudringen, da ihnen die nötige Luft fehlt.

Stereum purpureum braucht z. B. sehr wenig Sauerstoff, während Agaricus melleus
deshalb eine Ausnahme macht, weil die Ehizomorphen Sauerstoff transportieren und der
Pilz hierdurch in der Lage ist, in luftarme Gewebe einzudringen.

W. Baven dämm (1928) hat den Einfluß verschiedener Gase und Gaskonzentra-
tionen auf das Wachstum von 32 Holzpilzen untersucht. Für Ärmillaria hat er festgestellt
daß der Pilz noch bei Vig Atmosphärendruck wächst, während das Myzel von Saprophyten
schon bei Vs Atmosphärendruck naß und schleimig Avird und nur noch sehr langsam weiter
wächst. Die meisten Pilze ertragen sehr niedrige Luftdrucke. Ärmillaria lebt z. B. noch,
wenn er 14 Tage ohne Sauerstoffzutritt kultiviert wird.

Bavendamms allgemeine Schlußfolgerungen über die von ihm studierten Pilze
sind, daß 19% CO2 das Wachstum hemmen und bei COj-Konzentrationen von mehr als
80 % kein Wachstum mehr möglich ist.

Ich habe versucht, die folgenden Fragen zu lösen: 1. Ist die Ver-
mutung Falks richtig, daß die Basidiomyceten anaerob leben können?
2. Können Rhizomorphen Sauerstoff transportieren, wie Münch behauptet?
Um die Pilze in Abwesenheit von Sauerstoffquot; zu züchten, wurden sie in
eine Stickstoff-Atmosphäre gebracht.

Die Versuchsanordnung ist in Abb. 9 dargestellt: A = Stickstoff-Zylinder, B, C. D
und E = Pettenkofer-Eöhren mit alkalischer Pyrogallol-Lösung, F und G = Waschflasche
mit alkalischer Pyrogallollösung, H = Waschflasche mit Aqua destillata, I, K usw. = Erlen-
nieyerkölbchen.

Der Stickstoff aus dem Zylinder enthielt etwa 2% Sauerstoff. Die Sauerstoff-
bestimmung wurde mit einer Jordan-Pipette (Jordan, 1927) ausgeführt. Nachdem der

Stickstoff durch die PyrogalloUösungen geleitet war, war er sauerstoffrei; er strömte
dann durch destilliertes Wasser und nachher durch die Erlenmeyerkolben, welche die Nähr-
lösungen enthielten.

In jedes Kölbchen wurden 25 ccm Grundlösung vom pH 5 gebracht und ein Stückchen
Myzel von 10 mm Größe übergeimpft. Durch das Röhrchen a wird der Stickstoff
herangeführt; dieses Röhrchen ragt durch den durchbohrten Gummipfropf in die Nähr-

Aus den vorher beschriebenen Versuchen kann man die Schlußfolge-
rung ziehen, daß das Myzel von Armillaria nicht ohne Sauerstoff wachsen
kann. Nach Münch (1909) ist aber das Myzel doch imstande, ohne Sauer-
stoff zu wachsen, wenn es mit den Rhizomorphen damit in Verbindung
steht, weil die Rhizomorphen die Fähigkeit haben sollen, den Sauerstoff zu
transportieren.

Münch schnitt in Agar wachsende Rhizomorphen durch und sah, daß
das Wachstum sofort aufhört, weil die Verbindung mit der sauerstoffreichen
Luft dadurch unterbrochen wurde. Auch wenn auf die Agarkulturen
Wasser gegossen wurde, hörte das Wachstum des Myzels und der Rhizo-

morphen sofort auf. Durch den Sauerstofftransport mittels der Rhizo-
morphen ist Armillaria also fähig, in wassergesättigtes oder auf andere
Weise von Sauerstoff befreites Holz (z. B. Kernholz) einzudringen.

Der Transport soll durch Kanäle geschehen. Im Rhizomorphen-
Querschnitt sind viele Öffnungen zu sehen, welche schon Brefeld (1877)
abgebildet hat. Doch könnte es auch möglich sein, daß der Sauerstoff-
transport im Zusammenhang mit dem Nährstoff- oder Wassertransport statt-
findet. Von Brefeld (1877) wird nämlich behauptet, daß die Rhizomorphen
solange vom Infektionsherd aus ernährt werden, bis sie einen neuen Wirt
gefunden haben.

Das Problem des Sauerstofftransports wurde auf dreierlei Arten
untersucht und zwar im Zusammenhang mit Wassertransport, Nährstoff-
transport und reiner Diffusion durch die Luftkanäle.

1.nbsp;Wassertransport. Als Versuclismaterial dienten frische im Boden und
zwischen Holz und Rinde wachsende Rhizomorphen. Beim Durchschneiden dieser Rhizo-
morphen stellte ich fest, daß sie einen hohen Wassergehalt hatten. Diese Rhizomorphen
wurden mit der Schnittfläche in eine 0,001 quot;/lt;, wässerige Methylenblaulösung gebracht.
Nach 5 Tagen wurde untersucht, wie tief die Lösung in die Rhizomorphen eingedrungen
war. Nur in der Nähe der Schnittfläche war eine Blaufärbung zu konstatieren; schon
0,5 cm von der Schnittfläche entfernt war keine Spur mehr davon zu beobachten.

Daß das Methylenblau an sich die Zellen nicht vergiftet und auf diese Weise den
Wassertransport verhindert hat, geht daraus hervor, daß die Rhizomorphen in der Methylen-
blaulösung neue Rhizomorphen bildeten, und daß das Myzel in einer Nährlösung mit
0,001 o/o Methylenblaulösung weiterwuchs.

2.nbsp;Nährstofftransport. Die Versuche wurden folgendermaßen ausgeführt.
Einige große Petrischalen wurden mit Kirsch- oder Peptonagar gefüllt und in diese Schalen
kleinere Petrischalen mit 2 quot;/o Agar-Agar, Wasser oder einer Nährlösung (der Grund-
lösung S. 469) ohne Stickstoff gesetzt. Die Rhizomorphen waren für den Versuch in
halbfesten Kirschagarböden kultiviert worden, aus denen sie nach Erreichung einer Länge
von 4—5 cm leicht ohne Beschädigung herausgenommen werden konnten. Um sie von
anhaftenden Nährbödenresten zu befreien, wurden sie in sterilem Wasser abgespült. Die
Rhizomorphen wurden nunmehr mit der einen Seite auf Kirschagar und mit der anderen
in die kleinen Schalen gebracht. Bei 50o/^ der Versuche wurden die Spitzen der Rhizo-
morphen auf Kirschagar gelegt, bei den anderen 50 o/^ die Basis. Für jeden Versuch
sind 8 Rhizomorphen benutzt worden.

Nach 6 Monaten waren die Rhizomorphen auf der Seite mit der sie in den nähr-
stoffarmen Substraten steckten, nicht gewachsen. Auf dem 2 quot;/„ Agar-Agar hatte sich ein
sehr dünnes Myzel gebildet.

Dasselbe Resultat ließ sich auch bei Kontrollversuchen feststellen, wo den Rhizo-
morphen nur der 2 o/q Agar als Nährstoff zur Verfügung stand. Vielleicht ist die Bildung
dieses Myzels sehr geringen Nährbodenresten zuzuschreiben, welche trotz des Abspülens au
den Rhizomorphen haften geblieben waren.

Wie auf S. 465 beschrieben ist, treten die Rhizomorphen aus den Agarböden aus.
Diese Rhizomorphen bleiben nun immer sehr kurz (kleiner als 0,5 cm). Ein Austrocknen
konnte die Ursache dieser Wirkung sein. Doch blieb das Resultat aber dasselbe wenn
für den 0.^-Transport die Petrischalen in eine feuchte Kammer gesetzt wurden. Auch die
Nährstoffzufuhr kann also nicht in Frage kommen, weil sie so gering ist, daß nicht einmal
die Rhizomorphen, die sich selbst nicht ernähren können, auswachsen.

Aus den Versuchen 1 und 2 geht hervor, daß Wasser- oder Nähr-
stofftransport für die Sauerstoffleitung nicht in Betracht kommen. Es
bleibt also nur die Annahme übrig, daß der Sauerstofftransport durch die
Interzellularen stattfindet.

1.nbsp;Wenn Rhizomorphen in Agar hineingewachsen waren, wurden sie
zirka 0,5 cm von der Oberfläche entfernt durchgeschnitten. Das
Wachstum des im Agar befindlichen Stückes hörte dann auf.

2.nbsp;Nachdem sich an der Oberfläche des Agars Myzel und im Nähr-
boden Rhizomorphen gebildet hatten, brachte ich auf diese Kulturen
steriles Wasser, bis alle Pilzteile untergetaucht waren. Sofort
wurde das Wachstum des Myzels und der Rhizomorphen sistiert.

In beiden Fällen tritt aber eine Schädigung auf, im ersten Falle
bei den Rhizomorphen, im zweiten am Myzel. Dieser Umstand beeinträchtigt
den Wert dieser Versuche.

Aus seinen Untersuchungen über die Fähigkeit verschiedener Pilze,
in wassergesättigtes Holz einzudringen, zieht Münch (1908) den Schluß,
daß diese auch bei Armillaria vorhandene Fähigkeit nur durch den Sauer-
stoff-Transport mittels der Rhizomorphen erklärt werden kann.

Es wäre jedoch auch möglich, daß das Myzel
und die Rhizomorphen sehr wenig Oa-bedürftig sind
und deshalb selbst durch den geringen Sauerstoff-
gehalt des wassergesättigten Holzes zu weiterem
Wachstum befähigt Averden.

der Rhizomorphen oder eine Myzelbildung in sauer-
stoffarmer Umgebung stattfinden kann,wenn es durch irgend welches Ge-
webe mit einem sauerstoff'haltigen Milieu in Verbindung steht, stellte ich
die folgenden Versuche an.

Die Probegläser A und B sind mit Gummipfropfen versehen. Durch Löcher in dem
Guiumipfropfen des Glases A sind die Röhrchen c und d eingeschoben. Das Rohr c, das
auch durch den Gummipfropfen von Rohr B geführt ist, bildet eine Kommunikation zwischen
Gefäß A und B. Das Röhrchen c ragt tief in das Rohr B hinein. Das Röhrchen f ist
sehr kurz und ragt nur oberflächlich in das Gefäß B hinein. Die Probegläser A und B
werden mit Brot gefüllt und die kleinen Röhrchen mit Wattenpfropfen versehen; sodann
wird alles eine Stunde lang bei 0,5 Atmosphäre Überdruck sterilisiert. Das Röhrchen c,
in das dünne Ulmenzweige eingeführt sind, die an beiden Seiten 3 bis 4 cm weit hervor-
treten, wird gesondert sterilisiert (1 Stunde bei 1 Atmosphäre Überdruck). Dann wird
Röhrchen c durch die Löcher der Gummipfropfen hindurchgeführt, der Gummipfropfen von
Glas A sehr vorsichtig abgehoben und ein Stückchen llyzel auf das aus dem Röhrchen c
hervorragende Ulmenzweigstück übergeimpft.

Nach Verlauf von zirka zwei Monaten sind die Rhizomorphen von Glas A aus durch
den Ulmenzweig nach Glas B gewachsen. Jetzt wird das mit Brot gefüllte Probeglas B
durch ein neues Glas ersetzt, in welchem sich Kirschdekokt oder Kirschagar befindet.

Das aus Rohr c heraustretende Zweigstück ragt in den Kirschdekokt oder Kirsch-
agar hinein. Durch die Kirschdekokt-Nährlösungen und über die Kirschagar-Nährböden
wird jetzt Oa-freier Stickstoff geleitet. (Die Versuchsanordnung war dieselbe wie die auf
Seite 507 beschriebene.)

Der Stickstoff wird durch das Röhrchen c eingeführt, um durch das Röhrchen f,
nachdem er durch die Nährlösung gegangen ist, wieder entfernt zu werden. Dann wird
der Stickstoff auf gleiche Weise durch die anderen Apparate geleitet. Ist der Stickstoff
durch vier Kulturlösungen gegangen, so muß er erst wieder eine Flasche mit Pyrogallol
und eine Flasche mit Wasser passieren.

Nachdem der Stickstoff zwei Wochen lang durchgeströmt war, wurden Myzel oder
inzwischen ausgewachsene Rhizomorphen entfernt, weil es ja hätte möglich sein können,
daß der noch im Holze befindliche Sauerstoff der Anlaß zu diesem Wachstum gewesen war.

Nachdem sich die Zweige zwei Wochen lang in der sauerstoffreien Lösung auf-
gehalten haben, darf man wohl annehmen, daß das Holz praktisch sauerstoffrei ist. Jetzt
erst wird der eigentliche Versuch über den Sauerstofftransport angesetzt, der acht Wochen
dauerte.

Bei diesem Versuch sind zwölf Probegläser B (siehe S. 507), welche mit Kirsch-
dekokt gefüllt waren und fünf Probegläser B, die mit Kirschagar gefüllt waren, ver-
wendet worden. Zur Kontrolle dienten vier Kölbchen, die auf dieselbe Weise vorbereitet
waren, wie beim vorhergehenden Versuch beschrieben (siehe S. 507).

In der Kirsclidekoktreihe bildete sich in zehn Fällen an der Stelle g,
wo der als Substrat dienende Zweig aus dem Glasröhrchen c austritt, ein
Kranz von kleinen Rhizomorphen. Dies ist vielleicht dadurch zu erklären,
daß der Difiusionsweg von dem sauerstolFreichen zum sauerstolFarmen Raum
sehr klein ist.

In drei Röhren wuchsen einzelne Rhizomorphen bis zu einer Länge
von etwa 1 cm aus. An der Stelle n, dem äußersten, tief in die Nähr-
lösung hineinragenden Teil des Zweiges, entstanden in vier Röhren kleine,
1 bis 2 mm große Rhizomorphenspitzen.

In fünf Röhren entwickelte sich Myzel auf dem in die Nährlösung
hineinragenden Ästchen. In den Gläsern B, welche mit Kirschagar gefüllt
waren, wuchsen die Rhizomorphen in den Agar aus. Die größten Rhizo-
morphen hatten eine Länge von 1,5 cm, während in den Kontrollversuchen
eine Länge von 5 cm erreicht wurde.

Das Myzel in den Kölbchen (S. 507), in denen jede Verbindung der
Rhizomorphen mit einem sauerstoffreichen Räume fehlte, war gar nicht
gewachsen.

Aus diesen Versuchen ergibt sich also, daß tatsächlich eine Sauerstoff-
versorgung des Myzels unter Mitwirkung der Rhizomorphen stattfindet,
außerdem aber auch, daß ein Fehlen des Sauerstoffs die Bildung von Myzel
und Rhizomorphen hemmt.

Daß der Sauerstoffmangel für das Wachstum der Rhizomorphen in
Agarböden ein beschränkender Faktor sein kann, ist daraus ersichtlich.

daß in Agarböden von 10 cm Dicke oder mehr die Ehizomorphen nie bis
zum Boden des Gefäßes reichen.

In Bezug auf den Sauerstofftransport wurde schließlich noch ein anderer Versuch
ausgeführt. In einen 100 ccm Erlenmeyerkolben wird eine Spirale (S) gebracht, die an
der Oberseite eine Öse hat. Das Ganze wird trocken sterilisiert, sodann der Kolben mit
einer 2—3 cm dicken Schicht Kirschagar (k) versehen. Durch die Öse der Spirale bringt
man eine Rhizomorphe (r), welche mit einer Spitze in die Kirschagar hineinragt. Dann
wird auf den Kirschagar eine Schicht Öl (o) gegossen und damit
der Agar völlig von der Luft abgeschlossen. Transportieren die
lihizomorphen den Sauerstoff, dann muß die Rhizomorphenspitze
sich in dem von der Luft abgeschlossenen Kirschagar weiter
entwickeln können.

Der Versuch zeigte, daß nach zwei Wochen bei
drei Ehizomorphen ein Wachstum zu beobachten war.
Lgt;ie Luft, welche durch die Ehizomorphen heran-
gebracht wird, genügt also, um ein Weiterwachsen
in dem von der Luft abgeschlossenen Agarböden zu
ermöglichen, Avenn auch nicht über große Abstände.
Es würde sich lohnen, durch eine genauere Unter-
suchung festzustellen, inwieweit hierbei eine weitere
Entwicklung des Pilzes von der Länge des Diffusions-
weges abhängig ist.

Früher glaubte man, daß Armillaria mellea nur auf abgestorbenem
Holz wachse. So ergibt sich auch aus der Übersicht der forstlichen Litera-
tur über Armillaria von Hartig (1874), daß man die Ursache für das
plötzliche, von Harzausfluß begleitete Koniferensterben in einem über-
mäßigen Harzgehalt, in einer Behinderung der Fortbewegung harziger
Säfte usw. suchte. Hartig (1874) selbst hat dann zuerst Armillaria als
Erreger dieser Krankheit erkannt. Man kam zu der Einsicht, daß der
Pilz auch lebende Bäume befallen konnte, und somit wurde Armillaria
zum Parasiten erklärt. Unter welchen Umständen der Pilz aber als viru-
lenter Parasit auftreten kann, ist eine Frage, die bis jetzt noch nicht
gelöst ist, und die nur durch eingehende Infektionsversuche entschieden
werden kann. Auf die Unvollkommenheit der Infektionsversuche habe ich
schon auf Seite 494 hingewiesen. Trotzdem wurden für das Sterben von
Bäumen im Freien immer wieder mehr oder weniger begründete Ursachen
angegeben. Dabei wird meistens der gleiche Fehler begangen, daß man
nämlich stets nach den für die Bäume ungünstigen Wachstumsbedingungen
sucht, während auf die für den Pilz im Boden günstigen Wachstumsbe-
dingungen nicht geachtet wird.

Nach Hartig (1874) haben diese Verhältnisse keinen Einfluß auf das
Auftreten von Armillaria mellea, weil Bäume das ganze Jahr hindurch ab-
sterben können. Am Weinstock hat L. ßavaz (1929) konstatiert,. daß
Fröste die Infektionsmöglichkeit durch Armillaria mellea fördern.

Nach Hartig (1874) beeinflussen auch diese Verhältnisse nicht das
Auftreten von Armillaria mellea, weil die Krankheit sowohl auf guten und
schlechten, als auch auf feuchten und trockenen, schweren und leichten
Böden zu beobachten ist.

Wie z. B. von B. J. Haskeil (1929) und W. E. Day (1929) erörtert
wird, ist die Entwicklung des Pilzes besonders stark in Anlagen auf Wald-
böden und zwar wegen der in solchen Waldböden vorhandenen das Pilz-
wachstum begünstigenden Holzreste.

C. Bernard (1922) gibt an, daß Armillaria häufig in Anlagen auf
Waldböden auftritt, jedoch nach 6—8 Jahren Kultivierung des Bodens
wieder verschwindet.

Falck (1923) behauptet, daß er ein beträchtliches Absterben von
Eichen gefunden hat auf Sandböden mit starker Ortsteinbildung, auf Moor-
bruchböden und auf früheren Ackerböden. Auch er ist der Ansicht, daß
es sehr schwer ist, aus Bodenproben Rückschlüsse auf das Vorkommen von
Armillaria zu ziehen.

In Frankreich ist die ^r??^^7Zana-Krankheit bei Jiiglans regia von
M. Gard untersucht worden. Nach seinen Angaben (1925, 1928) tritt sie
häufig auf festem Tonboden und viel weniger häufig auf trockenem Kalk-
boden auf.

Wo mehr als 25 ®/o Kalk im Boden anwesend ist, hat er niemals
Armillaria mellea gefunden. Nach den Untersuchungen in Abschnitt 7, in
denen mehrere Bodenarten auf das Vorkommen von Armillaria miteinander
verglichen wurden, ist das Pilzwachstum am häufigsten auf saurem Sand-
boden und am geringsten auf alkalischen Böden.

Bodenfeuchtigkeit scheint auch die Infektion der Bäume durch
Armillaria zu begünstigen. Darauf weisen mehrere Autoren hin, so z. B.
C. Frömbling (1915), M. E. Miöge (1920), M. Wilson (1921), M. Gard
(1927), R.W. Marsh and R. M. Nattrass (1927), S. Leefmans (1927),
(1927), H. A. Dade (1927).

Bodentrockenheit scheint gleichfalls die Infektionsmöglichkeit
zu erhöhen. Jedenfalls erwähnen verschiedene Autoren diesbezügliche

Beobachtungen, wie z. B. Baumgarten (1918), Baltz (1918), E. L. Eo-
binson (1927), G. amp; Mme Arnaud (1927), E. Eos eil a (1929).

Die bezüglich dieser letzten beiden Faktoren ausgeführten Unter-
suchungen sind aber so wenig vollkommen, daß man derartigen Unter-
suchungen keinen allzugroßen Wert beimessen darf Es wird hier nämlich
von Bodenfeuchtigkeit und Bodentrockenheit gesprochen, ohne daß dabei
der Wassergehalt des Bodens angegeben wird. Ferner haben solche Be-
obachtungen auch dann nur einen Wert, wenn man außer diesen Faktoren
auch die Beschaffenheit des Bodens, das pH usw., beachtet.

Es ist schwer, sich über den Einfluß der biologischen Verhältnisse
ein Urteil zu bilden, weil z. B. Tierfraß, Befall von irgendwelchen Para-
siten und andere Umstände auf verschiedenen Wegen die Disposition der
Pflanzen ändern können.

Nach Falck (1918, 1923), P. Georgovitch (1926), M. Yossifo-
vitch (1926), W. E. Day (1927), E. L. Eobinson (1927) und L. S. Os-
maston (1927) ist das große Eichensterben der letzten Jahre zunächst
Microsphaera qticrcina zuzuschreiben, wodurch die Bäume so geschwächt
werden, daß sie dann leicht von Ärmillaria befallen werden können. Es
besteht also die Ansicht, daß Bäume, nur nachdem sie durch irgendwelche
Umstände geschwächt sind, von Ärmillaria befallen werden können. Der
Pilz Avird deswegen als Schwächeparasit bezeichnet. Man muß aber be-
denken, daß mit einer derartigen Benennung nicht das eigentliche Problem
des Parasitismus gelöst ist, sondern vielmehr nur die Schwierigkeiten ver-
schoben worden sind.

Untersuchungen über das Vorkommen von biologischen Eassen bei
Ärmillaria mellea sind kaum ausgeführt worden. Unsere Kenntnisse be-
schränken sich in dieser Hinsicht auf vereinzelte Mitteilungen.

Über morphologisch verschiedene ^r»»7/ana-Eassen berichtete z. B.
Falck (1923), der zwei derartige -4?v;2^7/arm-Eassen kultivierte, die Diffe-
renzen zwischen beiden aber nicht angibt. M. Gard (1926) hat bei Juglans
regia eine ^lr//«7/«na-Easse gefunden, die sich morphologisch von der be-
kannten gewöhnlichen Easse unterscheidet. Die Carpophoren der neuen
Easse sind dunkler gefärbt, dabei kürzer und dicker. Mit zwei physiolo-
gisch verschiedenen u4nm7/ana-Eassen haben L. Childs and M. Zell er
(1929) Versuche angestellt. Eine dieser Eassen wurde gefunden auf Wurzeln
von Koniferen, besonders auf Pseudolsuga Douglasii, und deswegen ,.fir
strainquot; genannt. Die andere Easse trat auf Eichen auf und wurde deshalb
als „oak strainquot; bezeichnet. In Boden, wo früher von Ärmillaria befallene
Koniferen und Eichen Avuchsen, pflanzten sie Äpfel-, Pflaumen- und Nuß-

bäume. Es zeigte sich, daß auf Böden, in denen alte Eichenwurzeln an-
wesend waren, die Bäume von Armillaria befallen wurden, während im
Boden, der Koniferenwurzeln enthielt, die Bäume gesund blieben.

Die Autoren folgern aus diesen Untersuchungen, daß der „fir strainquot;
saprophytisch und der ,„oak strainquot; parasitisch disponiert ist.

Diese Schlußfolgerung ist nicht ganz richtig, weil der „fir strainquot;
gerade parasitisch auf Pseudotsuga lebt. Das einzige, was aus diesen Ver-
suchen hervorgeht, ist die Tatsache, daß hier zwei physiologisch ver-
schiedene Bassen vorliegen, welche nach den genannten Autoren keine
morphologischen Verschiedenheiten aufweisen. Daß ferner die amerikanische,
auf Koniferen wachsende ^rwz7Zarza-Easse von der entsprechenden euro-
päischen Easse verschieden ist, geht aus der folgenden, von Wester-
dijk (1912—1917) mitgeteilten Beobachtung hervor: Kirschbäume, die auf
Böden gepflanzt wurden, wo früher von Armillaria befallene Koniferen
gestanden hatten, wurden durch diesen Pilz abgetötet.

Schließlich möchte ich noch erwähnen, daß in der Literatur mehrere
Fälle bei Koniferen und bei Laubbäumen erwähnt werden, in denen trotz
Eindringen von Myzel und Ehizomorphen die Bäume nicht zu Grunde
gingen, sondern der Pilz sogar nach einigen Jahren wieder verschwunden war.
(Vgl. Geschwind 1920, Berger 1922, Eeginald Buller 1924,
Eklund et Wenmark 1925, Day 1927, Schmitz and Jackson 1927.)
Die Faktoren, die hierbei eine Eolle spielen, sind indessen noch ganz
unbekannt.

Infolge der gegenwärtigen unvollkommenen Kenntnis des Parasitismus
bei Armillaria mellea ist durch die abweichenden Auffassungen verschiedener
Autoren hinsichtlich der Stellung des Pilzes als Parasiten eine große
Verwirrung entstanden.

Es scheint mir deshalb nicht überflüssig, diesbezüglich einige Be-
merkungen anzuführen. Erstens muß man der Tatsache Eechnung tragen,
daß eine Bezeichnung des Parasitismus von der jeweiligen Definition stark
abhängig ist. Durch Beobachtungen sind z. B. Falck (1923) und Day
(1929) zu der Schlußfolgerung gekommen, daß Armillaria ein sekundärer
Parasit ist. Fischer und Gäumann (1929) verstehen unter einem
sekundären Parasiten einen wirtschaftlich schädlichen Pilz, für den der
Eingang mechanisch durch primäre Parasiten, die zwar unter den gegebenen
Umständen nicht sehr schädlich sind, geschaffen worden ist. Hält man
sich an diese Definition, dann muß sekundärer Parasitismus für Armillaria
ganz abgelehnt werden, weil aus den Untersuchungen von Brefeld (1877),
Zell er (1926), Day (1927), Thomas (1929) und Eayner (1930) die
Schlußfolgerung gezogen werden darf, daß Armillaria durch die gesunde

Rinde hindurcli die Wurzeln befallen kann. Ebenso folgt hieraus, daß die
Bezeichnung „Wundparasitquot;, wie sie von F i s c h e r und Gä u m a n n (1929)
gegeben wird, für Armillaria mellea nicht allgemein gültig ist.

Eine unzureichend begrenzende Definition über sekundären Parasi-
tismus wird von Day (1929) gegeben. Er versteht unter einem sekundären
Parasit: „that is always secondary to some other factor acting as the
primary cause of disease.quot;

Jetzt ergibt sich aber die Frage, welche Faktoren man als primäre
Ursachen der Krankheit bezeichnen muß und darin geht Day meines
Erachtens viel zu weit (siehe Day, 1929, S. 101).

Auch Falck (1923) macht denselben Fehler. Obwohl er sagt: „ob
der Pilz, was nach meinen Beobachtungen am wahrscheinlichsten ist, die-
jenigen Wurzelstöcke, die er später abtötet, schon vorher am gesunden
Baum in gewisser Art befallen hatte . . .quot;, betrachtet er Armillaria doch
als sekundären Parasit. Hält man sich an die bestehende Definition, z. B.
von Fischer und Gäumann (1929), dann muß man Armillaria als fakul-
tativen Parasiten bezeichnen. Als Definition für fakultativen Parasitismus
geben die beiden Autoren an:

„Man kennt Pilze, deren gewöhnliche Lebensweise saprophytisch ist,
die aber unter gewissen Umständen auch auf lebende Gewebe übergehen
können.quot; Um aber der Definition von Fischer und Gäumann (1929)
gegenüber eine weitere Entscheidung treffen zu können, müssen wir noch
eine Arbeit Münchs (1929) in Betracht ziehen. Er nennt Armillaria
mellea einen fakultativen Perthophyt: „Perthopliyten sind Organismen,
welche lebende Pflanzen befallen, aber nur von totem Gewebe leben, das
sie entweder selbst getötet haben oder das schon von Natur leblos war
(z. B. „Kernholzquot;)quot;.

Fakultative Perthopliyten können sich in der Natur auch auf totem
Substrat, das sie nicht selbst getötet haben, voll entwickeln oder sie können
gelegentlich auch lebende Pflanzen befallen.

Dieser Begriff deckt sich ungefähr mit dem des fakultativen Para-
siten, nur führt die Bezeichnung „fakultativer Perthophytquot; ein doppeltes
Einteilungsprinzip ein, nämlich einerseits die Art und Weise, in welcher
der Pilz auf die von ihm zur Ernährung herangezogenen Substrate ein-
wirkt und andererseits die Form, in welcher er diese verwendet. Die
Bezeichnung „Perthophytquot; ist also gegenüber der umfassenden Benennung
„Parasitquot; einschränkend.

Zur Zusammenfassung der allgemeinen Definition von Fischer und
Gäumann und der spezielleren von Münch dürfte es wohl am besten
sein, wenn man Armillaria, mellea als fakultativen Parasiten
mit den Eigenschaften eines Perthophyten bezeichnet.

Obwohl für den behandelten Pilz der Name Armmariella mellea auch
Eingang gefunden hat, wird ans praktischen Gründen der Name Armillaria
mellea beibehalten.

a)nbsp;Es stellt sich heraus, dai3 die Fruchtkörperbildung des Pilzes
weitgehend von äußeren Umständen abhängig ist. So entstehen auf den
für die Rhizomorphen- und Myzelbildung günstigen Agarböden auch Frucht-
körper. Diese entwickeln sich jedoch am besten auf Zweigkulturen. Die
Fruchtkörperbildung auf flüssigen Substraten wurde auf einer Peptonlösung
erzielt. Die erhaltenen Fruchtkörper entstanden nach 3—4 Monaten bei
einer Temperatur von 18—22 C und diffusem Tageslicht. Die Frucht-
körper, die meistens sehr abnormal waren, bildeten aber öfters keim-
fähige Sporen.

Durch regelmäßiges Überimpfen des Myzels in flüssige Nährböden
wurde die Rhizomorphenbildung schließlich ganz gehemmt. Beim Über-
impfen auf festen Substraten tritt sie jedoch wieder auf.

b)nbsp;Das Wachstum des Pilzes zeigt sich in folgender Weise abhängig
vom pH, von der Temperatur und der Zusammensetzung des Nährbodens.
Das optimale Wachstum findet sich für alle Kohlenstoß- und Stickstoff-
quellen bei 25 ° C und einem pH = 5. Die pH-Änderung der Nährlösung
tritt hier am stärksten in Erscheinung und zeigt sich somit abhängig vom
Myzelwachstum.

Hinsichtlich des Einflusses verschiedener N-Quellen ergibt sich, daß
Pepton das größte Myzelgewicht liefert; dann folgen absteigend: Asparagin
und Glycocoll, Ammoniumtartrat, Ammoniumsulfat, Ammoniumchlorid und
Kaliumnitrat.

Für die Kohlenstoffquellen ergab sich folgende Reihe: Glukose
(höchstes Myzelgewicht), Saccharose, Maltose, Amylum, Laktose, Galaktose,
Cellulose (kleinstes Myzelgewicht).

Sowohl für die C-, N- als auch P-Quellen wurde festgestellt, daß der
Einfluß der Konzentrationen dieser Stoffe auf den Pilzertrag durch eine
Optimumkurve dargestellt werden kann.

c)nbsp;Die Möglichkeit einer Bekämpfungsmethode wird diskutiert an
Hand von Untersuchungen im Freien, von Infektionsmethoden und von
Resultaten, die mit toxischen Stoffen erhalten worden waren, usw.

Das Wachstum der vier untersuchten Armillaria-'amp;i^mmQ, und das
damit verglichene von Pythium mammillatum. und Verticillium Dahliae wird
am meisten geschädigt durch die Quecksilberverbindungen Sublimat,-Uspulun
und Germisan, ferner die Kupferverbindüngen CuSO^ und CuClj, vor allem
bei Anwendung im alkalischen Milieu. Das Wachstumsoptimum ^OtV Arviillaria-
Stämme wird dann nach der sauren Seite verschoben, das von Fythiiim

mammillatvm und Verticillium Dahliae nach der alkalischen Seite. Armil-
laria erwies sich als relativ unempfindlich.

Als Bodendesinfektionsmittel sind zu verwenden : Eine 0,6 7o Uspulun-
lösung, eine 0,6Sublimatlösung und eine Mischung von lO^/g Kupfersulfat
Kalziumoxyd.

Aus den Bodenuntersuchungen folgt, daß sich der Pilz gut in leichten,
sauren Böden, schlecht oder überhaupt nicht in schweren, alkalischen,
NaCl-haltigen Böden entwickelt.

d) Bezüglich des Leuchtenphänomens und des Sauerstoiftransports
wurde das Folgende festgestellt:

Das Leuchten des Pilzes steht in engem Zusammenhang mit der
Rhizomorphenentwicklung; entwickelt sich nur Myzel, dann findet kein
Leuchten mehr statt. Weiterhin stellt sich heraus, daß Armillaria nicht
ohne freien Sauerstoff leben kann. Die Rhizomorphen sind imstande, über
eine gewisse Strecke hin den Sauerstoff zu transportieren.

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De conclusie van Oehm, dat het begrip „Safthyphenquot; voor bepaalde
elementen van Lentinus squamosus (Schaeffer) Fries, moet blijven bestaan
is onjuist.

Bij infectieproeven op bladen en stengels verdient het besproeien
met een sporenemulsie de voorkeur boven het aanbrengen van stukjes
voedingsbodem, die het desbetreffende schimmelweefsel bevatten.

Voor een onderzoek omtrent parasitisme van micro-organismen moet
de voedsterplant in reincultuur gekweekt worden.

De enzymen van Armillaria mellea (Vahl) Quél. maken voor deze
Schimmel slechts een heterotrophe levenswijze mogelijk.

De meening, dat de rhizoiden van Levermossen negatief photo-
tropisch zijn is onjuist.

Uit de proeven van Plowe blijkt niet, dat buitenlaag, tonoplast en
protoplasma essentieel van elkaar verschillen.

quot;•v.'v ^nbsp;.-i-^O (gt;iU:Vy f.ö!/.;.. .-Hicillffn/ r.i-.v r::':'-7xur oC'

De contorte kroon wordt veroorzaakt door de scheefheidstendens
van de afzonderlijke bloembladen.

Alleen dan, wanneer men op physiologische eigenschappen let, heeft
het begrip „Levensvormquot; waarde voor de Sociologie.

.riatiHdsÄimöq tgb gnhsbniHîiovqo'jmad «aiïooir.n nßv ^gnijli^w eÜ
.6SXgt;Î as h M ;0S£ bH .ihik .IH^minù^k

.»T^befdmaold 3gt;f(fIi9b«oslß ^b ncv. ^
: • .nbsp;.oVï i^e JoV mcbtyiamA^ .rgt;o8nbsp;|

KNOa-	Reihe	NH^Cl-Reihe		NHiNOa-Reihe		(NH4)2S04-Reihe
PH	Gewichte mg	pH	Gewichte mg	pH	Gewichte mg	pH	Gewichte mg

0	0	0
0 g -0,05 ^^	0 g -0,05 ^^	0 —0,125	agt;
-0,1 ÖS	—0,2 ÖS	-0,2	t; o lt;U JS
—0,250 ^ 3 -0,3 So		—0,325
—0,250 ^ 3 -0,3 So	- 0,225	-0,2
-0,250	- 0,275 ar.	- 0,275
-0,150 3	-0,150 g	-0,2
—0,1	- 0,125	—0,125	a
—0,125	-0,175	—0,150
(NH4),S03-Reihe
0	0	0
0 ö -0,1	0 ö -0,175^1	0 -0,2	a tu
—0,250 ÖS	-0,3 ÖS	—0,250	o .Q
-0,3 M Q -0,275	-0,375 -0,375	-0,3	rS ^
-0,3 M Q -0,275	-0,375 -0,375	-0,350	lt;d bd
—0,250 a S	—0,325 a S	—0,275	a
-0,125 g	—0,225 quot;quot; 2	—0,225	zn S
-0,075	—0,150 S	—0,125	es
—0,150	—0,175	- 0,125

pH.......	2,9	4,4	5,6	6,1	6,6	7,3	■
	mg	mg	mg	mg	mg	mg
Kontrolle.....	36	214	221	149	102	34	Optimales Wachstum bei pH 5.6
^KF (0,188 o/„) . .	28	138	152	87	45	17	Bei allen pH Wachstum ge- hemmt.
^KF (0,940o/„) . .	13	98	71	73	26	10	Bei allen pH Wachstum ge- hemmt.
675 HgCl, (0,002 7o) • 225 HgCl, (0,006 7o) .	14 10	55 31	61 24	42 22	28 14	16 11	Starke Schädigung.
^gg HgClj (0,008 7o) .	8	9	6	8	7	5	Myzel abgetötet.
Uspulun (0,002 0/0). . üspulun (0,006 0/0). . Uspulun (0,008 7o). .	21 12 7	49 23 7	43 18 8	31 19 6	23 12 8	19 9 6	jstarke Schädigung. Myzel abgetötet.
Germisan (0,002%) . Germisan (0,006 0/.) _ Germisan (0,009 quot;/o) .	17 14 8	39 27 6	51 19 8	34 14 8	21 10 6	14 9 5	jstarke Schädigung. Myzel abgetötet.

	Stamm Cool.			Stamm Eant.			Stamm Petch
pH...........	4,8	5,5	6,3	4,8	5,5	6,3	4,8	5,5	6,3
Kontrolle.........	mg	mg 447	mg 311	mg 273	mg 398	mg 266	mg 522	mg 610	mg 891
Metol (0,005 o/o).....	381	413	277	233	342	298	524	598	396
Metol (0,01 o/o).....	274	293	211	163	192	250	318	426	359
7 5 Metol (0,1 o/„)......	272	177	123	153	200	112	310	169	184
n jjQ Metadioxybenzol (0,005 o/^) .	323	375	226	234	275	222	331	442	309
n gg Metadioxybenzol (0,01 o/^). .	234	226	173	225	224	146	425	496	301
n Metadioxybenzol (0,1%) . .	117	91	24	47	32	21	75	III	23
32Q Tannin (0,005 »/o) ....	362	464	394	370	363	305	499	574	432
jgQ Tannin (0,01 »/o).....	421	328	431	269	342	284	581	522	489
n Hydrochinon (0,005 ®/o) . .	362	275	176	222	210	192	492	577	273
~ Hydrochinon (0,01 o/^) . . .	286	227	218	205	115	196	294	376	296
n g g Hydrochinon (0,1 ®/o) . . .	58	50	29	97	79	66	133	76	47

pH.......	3,3	3,8	5,2	6,0	7,0
Kontrolle.....	mg 20	mg 47	mg 78	mg 97	mg 84	Optim. Wachst, zwischen pH 6 u. 7
400 KP (0,01170/0). . joo KF (0,0047 o/„). . 40 KF (0,01170/,) . .	11 9 3	27 34 4	49 31 37	38 32 41	34 35 48	KF ist für Pythium viel schäd- licher als für Armillaria, und im Gegensatz zu Armillaria be- sonders auf der sauren Seite
4 KF (0,1170/0) . .	3	3	5	4	26	Myzel nur bei pH 7 gewachsen
2500 (0,0005 o/o)	9	32	54	69	61	1 Starke Wachstumshemmung
1250 (0,001 «/„) . 250 CuSO, (0,005 o/„) .	3 3	4 3	8 4	5 4	4 5	Myzel getötet
		Tabelle 22. Vorticillium Dahliao.
pH........	3,3	4,5	5,8	6,5	7,0
Kontrolle.....	mg 141	mg 232	mg 32]	mg 277	mg 165	Opt. Wachst, zwischen pH 5,8 u. 6,5
400 ^^ (0.0011 %) . . 40 KF (0,0117 o/„) . . 4 KF (0,1170/,) . .	69 14 9	221 59 28	279 198 126	214 186 181	198 177 153	Wachstumshemmung auf der ' sauren Seite. Bei pH 7 Wachs- tumssteigerung
500 CuSO, (0,00250/0) 75 CUSO4 (0,0167 o/„) CuSO« (0,0835 o/„)	68 47 14	253 229 18	249 286 41	229 221 159	188 168 113	1 Wachstumssteigerung bei pH 4,5 1 Wachstumssteigerung bei pH 7 Starke Hemmung auf der sauren Seite
Uspulun (0,001 o/o) . . Uspulun (0,005 o/j . . Uspulun (0,010/0) . .	9 4 3 1	10 5 4	53 4 4	60 8 5	43 5 1 4 J	Starke Hemmung a. d. sauren Seite iMyzel bei allen pH-Werten ab- 1 getötet

	Gewichte
pH	(NH,),S04	Ammonium- tartrat	Asparagin	Glykokoll
	mg	mg	mg	mg
3,4 3,7 4,4 5.0 5,6 6.1 6,6	31 47 76 64 42 22	43 57 98 69 33 19	29 68 87 80 54 23	32 63 92 78 51 28

2,9	8	2,9
3,4	10	3,4
3,9	15	3,9
4,3	24	4,3
4,9	32	4,9
5,4	26	5,4
5,8	17	5,8
6,2	11	6,2
6,6	9	6,6
7,3	7	7,3
2,9	8	2,9
3,4	11	3,4
3,9	20	3,9
4,3	33	4,3
4,9	36	4,9
5,4	24	5,4
5,8	16	5,8
6,2	11	6,2
6,6	10	6,6
7,3	9	7,3
2,9	12	2,9
3,4	23	3,4
3,9	35	3,9
4,3	42	4,3
4,9	39	4,9
5,4	24	5,5
5,8	17	5,8
6,2	14	6,2
6,6	11	6,6
7,3	9	7,3

9	2,9	9
18	3,4	14
25	3,9	22
31	4,3	34
35	4,9	39
27	5,4	35
19	5,8	24
16	6,2	18
11	6,6	14
8	7,3	11
11	2,9	10
16	3,4	14
31	3,9	26
58	4,3	44
66	4,9	62
54	5,4	68
40	5,8	57
24	6,2	41
15	6,6	24
12	7,3	13
13	2,9	15
32	3,4	29
48	3,9	47
72	4,3	63
83	4,9	78
73	5,4	77
44	5,8	63
25	6,2	27
16	6,6	19
14	7,3	12

Konzentration (NH4)2S04	Gewichte	Konzentration (NH4)2S04	Gewichte
7„	mg	7o	mg
0,0078125	36	0.5	89
0,015625	50	1	85
0,03125	66	2	62
0,0625	79	4	21
0,125	91	8	13
0,25	95

Glukose- Konzentration In	Gewichte mg	Glukose- Konzentration In	Gewichte mg
0,2265	26	3,625	91
0,45325	40	6,25	88
0,9065	61	12,5	75
1,8125	73	25	14

Saccharose- Konzentration %	Gewichte mg	Saccharose- Konzentration 7o	Gewichte mg
0,2265	17	3,625	72
0,45325	28	6,25	63
0,9065	43	12,5	60
1,8125	54	25	9

Gluk. Sacch. Konzentration 7o	Gewichte mg	Gluk. -f Sacch. Konzentration . 7.	Gewichte mg
0,2265	19	3,625	83
0,45325	31	6,25	89
0,9065	38	12,5	78
1,8125	67	25	15

Phosphat- Konzentration la	Gewichte mg	Phosphat- Konzentration 7o	Gewichte mg
0,007812	29	0,5	97
0,015625	45	1	85
0,03125	74	2	64
0,0625	85	4	23
0,125	94	8	8
0,25	99

pH.......	4,8	5,4	5,8	6,2	6,6
	mg	mg	mg	mg	mg
Kontrolle.....	87	92	74	48	36	Optimales Wachstum bei pH 5,4
^ CUSO4 (0,016 Vo) . ^ CUSO4 (0,025 »/„) .	71 52	53 39	28 32	24 16	17 13	Starke Wachstumshemmung auf der alkalischen Seite
^ CUSO4 (0,05 7„) .	35	21	16	12	9	iBei aUen pH-Werten starke Wachs- ƒ tumshemmungen
^ CuCl, (0,014 %) .	63	49	83	21	15
^ CuCl, (0,0215 7„) .	40	42	21	13	10	(CuCl, verhält sich ungefähr wie CUSO4
^ CuCl, (0,0421 •/„) .	32	23	15	9	10
MnCls (0,005 »/„) . ^^ MnCl^ (0,01 VJ .	65 85	88 80	82 76	54 50	35 40	IWachstumssteigerung auf der alka- lischen Seite
-Q MnCl^ (0,02 7o) .	71	66	53	34	27	1 Wachstumshemmung bei aUen pH- ƒ Werten
J350 HgCl, (0,001 7«)	57	46	35	22	19	) Wachstumshemmung bei allen pH- j Werten
HgCl, (0,005 %) 168 HgCl, (0,008 7„)	14 7	13 9	9 8	10 7	8 7	•Myzel nach 6 Wochen abgestorben
NaCl (0,058 »/o) •	89	96	68	37	28
~ NaCl (0,116 7o) .	10	61	45	31	22
NaCl (0,292 «/o) •	54	39	28	13	12	Die Einflüsse dieser beiden Stoffe sind ungefähr die gleichen. Sie wirken nur wenig toxisch auf der sauren Seite
^ CaCla (0,109 7„) .	95	83	68	35	24
~ CaCl, (0,219 7o) .	69	52	44	23	16
^ CaClä (0,438 0/0) .	47	34	21	14	10

pH . . .	4,3	5,0	5,6	6,1	6,5
Kontrolle .	mg 44	mg 68	mg 62	mg 47	mg 24	Optimales Wachstum bei pH 5,0
n quot;68Ô (0,001 7„) n JlnCl, (0,017o) . n 133 (0,05 7o) .	37	72	63	42	23	) Wachstumssteigerung hei pH 5 und 5,6
	32 23	57 46	60 43	34 31	18 14	Wachstumshemmung auf der alka- lischen Seite. Optimales Wachs- tum bei pH 5,0
n m LisSo^ (0,06 7„) .	48	65	70	51	23	1 Wachsstumssteigerung bei pH 5,6 und 6,1
n T I^i^SO, (0,13 7o) .	45	71	64	32	17	1 Wachstumssteigerung bei pH 5,6
T ^hSO^ (0,65 7„) .	48	32	41	29	15	Wachstumssteigerung bei pH 4,3
n 300 I^(0H)3 (0,001 7o)	42	70	77	52	34	Wachstumssteigerung bei allen pH- Werten
■30 ß(OH). (0,017o) .	46	74	67	48	28	Wachstumssteigerung bei allen pH- Werten
1 B(0H)3 (0,30/0) .	32	50	40	33	18	' Wachstumshemmung bei allen pH- Werten

Standort	Beschaffenheit der Bodenproben	Angaben der geologischen Karte	fl O) O O 2 ü.3	.a agt; èP lt;v to «	S3 J B f^ Ö so agt; S1	e .o a fl ra Ol	pH	Bemerkungen über das Vorkommen von Armillaria mellea
Deich a./d. Gooyersgracht	Sandboden mit Humus und ein- zelnen Pflanzen- wurzeln	Post-glaziale Tal- füllung oder Nieder-Terrasse	0	—	0	0	7,02	Stark befallene Bäume, viele Fruchtkörper
Ebenda	Sandiger, fester Ton mit Pflan- zenwurzeln	Übergang von Niedermoor (1—10 dm Dicke) in jungen Seeton (Dicke 1—4 dm)	0		0	0	6,68	Ein stark von Rhizomorphen befallener Baum. Keine Frucht- körper
Ebenda	Fester Ton mit vereinzelten Pflanzenwurzeln	.Tunger Seeton (Dicke 1—4 dm) auf Niedermoor liegend	0		0	0	7,02	Ein Baum zeigt typische Armil- lariafäule, aber Rhizomorphen oder Fruchtkör- per sind nicht aufzufinden
Ebenda	Fester, zäher Ton mit einigen Pflanzenresten	Junger Seeton (Dicke 1—4 dm) auf Niedermoor liegend	0		0	0,06	7,03	Keine von Armil- laria befallene Bäume
Ebenda	Zäher Ton mit ziemlich vielen Pflanzenwurzeln	Junger Seeton (Dicke 1—4 dm) auf Niedermoor liegend	0		0	0,06	6,99	Keine von Armil- laria befallene Bäume
Ebenda	Fester Ton mit einzelnen Pflanzenwurzeln /	Junger Seeton (Dicke 1—4 dm) auf Niedermoor liegend	0,27	9,99	0,30	0,06	7,21	Keine von Armil- laria befallene Bäume

	t.
	'r •
«Êtei.fJ

2,9	8	2,9
3,4	10	3,4
3,9	15	3,9
4,3	24	4,3
4,9	32	4,9
5,4	26	5,4
5,8	17	5,8
6,2	11	6,2
6,6	9	6,6
7,3	7	7,3
2,9	8	2,9
3,4	11	3,4
3,9	20	3,9
4,3	33	4,3
4,9	36	4,9
5,4	24	5,4
5,8	16	5,8
6,2	11	6,2
6,6	10	6,6
7,3	9	7,3
2,9	12	2,9
3,4	23	3,4
3,9	35	3,9
4,3	42	4,3
4,9	39	4,9
5,4	24	5,5
5,8	17	5,8
6,2	14	6,2
6,6	11	6,6
7,3	9	7,3

9	2,9	9
18	3,4	14
25	3,9	22
31	4,3	34
35	4,9	39
27	5,4	35
19	5,8	24
16	6,2	18
11	6,6	14
8	7,3	11
11	2,9	10
16	3,4	14
31	3,9	26
58	4,3	44
66	4,9	62
54	5,4	68
40	5,8	57
24	6,2	41
15	6,6	24
12	7,3	13
13	2,9	15
32	3,4	29
48	3,9	47
72	4,3	63
83	4,9	78
73	5,4	77
44	5,8	63
25	6,2	27
16	6,6	19
14	7,3	12

pH.......	3,3	3,9	4,7	5,6	6,1	6,6	7,3
	mg	mg	mg	mg	mg	mg	mg
Kontrolle.....	68	161	248	231	173	87	32	Optimales Wachstum bei pH 4,7
^ CuSO, (0,025 7„) .	61	141	173	126	78	35	19	Bei allen pH Wachstum hem- mend. Wachstumsopt.pH4,7.
-jg CUSO4 (0,0835 7o) . ^CuSO^ (0,167 o/„) .	49 26	103 57	92 54	71 39	50 31	21 12	11 9	Optimales Wachstum bei pH 3,9. Starke Hemmung auf der al- kalischen Seite.
^CuCI, (0,02130/0) .	53	147	155	III	64	37	20
CuCla (0,0568 7o) . ^CuCl, (0,142 0/.) .	38	87	94	63	39	18	12	CuClj verhält sich ungefähr wie CUSO4.
CuCla (0,0568 7o) . ^CuCl, (0,142 0/.) .	17	37	52	46	23	12	10
^FeSO« (0,0278 0/0) . ^FeSO, (0,278 0/,) .	59 27	153 66	194 53	137 60	113 37	40 13	22 10	Hemmung auf der alkalischen ' Seite. Bei allen pH-Werten Wachstumshemmunsr.
1,25/n NaCl (0,365 quot;/«)	62	137	211	169	83	22	16
5/n NaCl (1,46 0/0) . .	30	52	124	65	43	13	10	.Wachstumshemmung am stärk- sten auf der alkalischen Seite.
12,5/n NaCl (3,65 0/,) .	19	28	24	25	18	12	8
CaCl, (0,219 7o) . ^CaClj (0,438 7o) .	53 44	142 128	197 113	146 99	69 53	27 22	17 13	Wachstumshemmung auf der alkalischen Seite. CaClj-Kon- zentrationen,höher als0,438®/,, geben Niederschläge.

pH.......	2,9	4,3	5,1	5,6	6,1	6,5	7,3
	mg	mg	mg	mg	mg	mg	mg
Kontrolle.....	36	242	270		226	142	35	Optimales Wachstum bei pH 5,1
^ CuClj (0,0213 7o) • ^ CuCl, (0,0852 o/o) .	24	169	178	186	—	75	26	Rhizomorphenbildung schlecht
^ CuClj (0,0213 7o) • ^ CuCl, (0,0852 o/o) .	17	97	109	80	—	33	17	Rhizomorphenbildung unter- bleibt
^ FeSO^ (0,0278 o/o) .	22	187	—	184	112	61	21	1 Rhizomorphenbildung wenig 1 gehemmt
y FeSO^ (0,278 »/o) •	16	73	85	61	—	37	15
y FeSO^ (0,464 o/o) .	12	26	48	37	—	21	10	fRhizomorphenbildung stark \ gehemmt

—	—	5,79	Mehrere Bäume
			m.Rhizomorphen.
			Einige Frucht-
			körper.
		4,89	Einzelne von Rhi-
			zomorphen be-
			fallene Bäume
0,45	0,23	7,1	Keine von Ärmil-
		7,1	laria befallenen
			Bäume
.. ,	0	7,0	Viele infizierte
			Bäume und zahl-
			reiche Frucht-
			körper
2,55	0,17	6,40	Einzelne
			infizierte Bäume
			und einige
			Fruchtkörper
1,00	0,62	7,1	Mehrere
			infizierte Bäume
			und einzelne
			Fruchtkörper

2,9	8	2,9
3,4	10	3,4
3,9	15	3,9
4,3	24	4,3
4,9	32	4,9
5,4	26	5,4
5,8	17	5,8
6,2	11	6,2
6,6	9	6,6
7,3	7	7,3
2,9	8	2,9
3,4	11	3,4
3,9	20	3,9
4,3	33	4,3
4,9	36	4,9
5,4	24	5,4
5,8	16	5,8
6,2	11	6,2
6,6	10	6,6
7,3	9	7,3
2,9	12	2,9
3,4	23	3,4
3,9	35	3,9
4,3	42	4,3
4,9	39	4,9
5,4	24	5,5
5,8	17	5,8
6,2	14	6,2
6,6	11	6,6
7,3	9	7,3

9	2,9	9
18	3,4	14
25	3,9	22
31	4,3	34
35	4,9	39
27	5,4	35
19	5,8	24
16	6,2	18
11	6,6	14
8	7,3	11
11	2,9	10
16	3,4	14
31	3,9	26
58	4,3	44
66	4,9	62
54	5,4	68
40	5,8	57
24	6,2	41
15	6,6	24
12	7,3	13
13	2,9	15
32	3,4	29
48	3,9	47
72	4,3	63
83	4,9	78
73	5,4	77
44	5,8	63
25	6,2	27
16	6,6	19
14	7,3	12