rWrnmiffi

DE

KiMIMESPIEGEL
IK HET
BLOED

F. J. KAISER

SIBtlOTHEEK DER
RIJKSUNIVERSITEIT

utrecht.

/■A ■VVJÙf.O'^

issmmmêk

'-s
gt; - .

' -' Hquot;

A

V-T gt; ■

-c .■■.•-Wîquot;'

■yh

fmx

, , X

ri .. . y^K i'K-

ii.
• s

i 1»? gt;gt; 'Tïl

smmmm.

Jililülii

........

pliifiSSSÂÏiSpïïl

mÊ^mmMm

....... ......... .._______

.-Vf;-

-i'j.'

siiiiifc

DE KININESPIEGEL IN HET BLOED

de kininespieg:

in het bloed

PROEFSCHRIF

TER VERKRIJGING VAN DEN GRAAD VAN
DOCTOR IN DE WIS- EN NATUURKUNDE
AAN DE RUKS=UNIVERSITEIT TE UTRECHT
OP GEZAG VAN DEN RECTOR MAGNIFICUS
DR. J. BOEKE, HOOGLEERAAR IN DE FACUL-
TEIT DER GENEESKUNDE, VOLGENS BESLUIT
VAN DEN SENAAT DER UNIVERSITEIT IN HET
OPENBAAR TE VERDEDIGEN OP MAANDAG
8 NOVEMBER 1937, DES NAMIDDAGS TE 3 UUR

DOOR

FRANZ JOZEF KAISER

GEBOREN TE DORMAGEN

1937

DRUK GEBRS. VAN AELST - O. L- VR. KADE lo-ll MAASTRICHT

BIBLIOTHEEK DER
RIJKSUNIVERSITEIT

utrecht.

AAN MIJN OUDERS
AAN MIJN ZUSTER

»

■A'

Het verschijnen van dit proefschrift is mij een
welkome gelegenheid, mijn groote erkentelijkheid te
betuigen aan de Hoogleeraren en de Lectoren in de
faculteit der Wis- en Natuurkunde aan de Rijks-
Universiteit te Utrecht, waarbij vooral mijn dank uit-
gaat naar de Hoogleeraren Cohen, Kögl, de Graaff en
Kruyt.

Hooggeleerde Bijlsma, Hooggeachte Promotor, ik
kan U niet genoeg dankbaar zijn voor de gelegenheid
die Gij mij geboden hebt, op Uw laboratorium een
onderzoek te verrichten. Liet Gij mij zelfstandig wer-
ken, toch hebt Gij onafgebroken met Uwe scherpzin-
nige voorlichting de richtlijnen aangegeven. Uw groote
belangstelling in mijn werk, gevoegd bij Uw vriend-
schappelijke omgang deden mij U waardeeren, niet
alleen als leermeester, doch ook om Uw groote gaven
als mensch.

Hooggeleerde Ornstein, zeker zou dit onderzoek niet
mogelijk geweest zijn, indien Gij niet Uw belangstel-
ling getoond hadt door mij zoo voorkomend de weg te
zvijzen, waarvoor ik U ten zeerste dankbaar ben.

Hooggeleerde Schoorl, het openstellen van Uw labo-
ratorium voor mij stemt mij tot groote erkentelijkheid.

Zeergeleerde Le Heux, bijzonder aangenaam is het
mij, hier openlijk uiting te kunnen geven aan gevoe-
lens van dankbaarheid jegens U. Steeds waart Gij
bereid mij met woord en daad bij te staan; veel heb ik
dan ook van U mogen leeren op velerlei gebied.

Zeergeleerde Mejuffrouw Byniers, ik dank U zeer
voor de onmisbare hulp welke U mij boodt bij het uit-
werken der meettechniek.
\

Zeergeleerde Hrnst, dat Gij mij behulpzaam waart
bij het verrichten van mijn proeven waardeer ik zeer.

Zeer geachte Toxopeus, het zal bij mij in dankbare
herinnering blijven, dat ik nooit tevergeefs een beroep
op U deed.

Het personeel van het Pharmacologisch Laborato-
rium dank ik voor de zoo vaak verleende hulp.

De „Vereeniging tot het bevorderen van de beoefe-
ning der Wetenschap onder de Katholieken in Neder-
landquot; en de commissie van beheer van het „Dr. van
Gils-fondsquot; ben ik zeer erkentelijk voor de steun bij de
bestrijding der drukkosten van deze dissertatie.

Tenslotte betuig ik aan allen, die op de een of andere
wijze hebben medegewerkt aan het totstandkomen van
dit proefschrift, mijn dank.

INHOUD.

Bk.

Inleiding............... 1

HOOFDSTUK I.

Overzicht van de Methoden voor de Bepaling en Extractie
van Kinine in Bloed.......... 5

HOOFDSTUK II.

De bij dit Onderzoek toegepaste Methoden .... 19

1.nbsp;De Bepalingsmethode.........19

2.nbsp;De Extractiemethode.........32

HOOFDSTUK III.
De Pharmacologische Proeven........42

HOOFDSTUK IV.

De Verdeeling van de Kinine tusschen de Bloedlichaam-
pjes en het Plasma...........72

HOOFDSTUK V.
De Opname van Kinine door de Longen.....88

HOOFDSTUK VI.
De Kinine-uitscheiding in de Urine.......94

Samenvatting..............96

Zusammenfassung............98

Summary...............100

Literatuurlijst.............102

INLEIDING.

Reeds drie eeuwen lang geniet kinabast de reputatie
van geneesmiddel ter bestrijding van koorts, in het bij-
zonder van de malaria. Ruim een eeuw geleden is ge-
bleken, dat deze werking moet worden toegeschreven
aan de in de bast aanwezige alkaloïden, waarvan op dit
oogenblik kinine het belangrijkste is.

Tot 1870 heerschte de meening, dat de koortsweren-
de invloed een gevolg was van een sedatieve werking
van de alkaloïden op het zenuwstelsel. In 1867 verkon-
digde Binz — op grond van eigen bevinding en die
van vroegere onderzoekers, dat vele microorganismen
voor kinine zeer gevoelig waren—de theorie dat de ma-
laria, die immers door kinine werd genezen, door micro-
organismen moest worden veroorzaakt. Dit was dus in
een tijd, toen de verwekkers van de verschillende vor-
men der malaria nog niet waren ontdekt. Dit laatste
geschiedde in 1880 door Lav^ran, wat dus een bevesti-
ging vormde van de door Binz reeds verdedigde
theorie.

LavERAn's pogingen om nu ook direct de werking
van kinine op malaria-plasmodiën in vitro aan te too-
nen, hadden geen overtuigend resultaat. Evenmin ge-
heel duidelijk waren de uitkomsten die BaccKIvI.1 ver-
kreeg door intraveneuze inspuiting van kinine bij pa-
tiënten. Wel verdwenen de plasmodiën uit het bloed,
doch van een directe werking der kinine op de para-
sieten werd niet veel waargenomen.

1) Betreffende literatuur zie alphabetische literatuurlijst.

De klassieke proeven van G01.G1 (1892) toonden
overtuigend aan, dat directe werking van de kinine op
de ongeslachtelijke vormen van de malariaplasmodiën
bestond en wel het sterkst op de vrij in het plasma
aanwezige merozoïten, daarna op de oudere endoglobu-
laire vormen, het zwakst op de jonge endoglobulaire
vormen. Volgens de opvatting van G01.G1 vormt het
roode bloedlichaampje een beschermende laag om het
plasmodium, deze bescherming is des te geringer naar-
mate het bloedlichaampje meer door het plasmodium
beschadigd is.

De opvatting van G01.G1 — door latere onderzoekers
meer of minder sterk ondersteund — is dus, dat het
roode bloedlichaampje moeilijk kinine opneemt en daar-
door het plasmodium beschermt.

Een geheel andere hypothese heeft Morgënroth
voor ongeveer 20 jaren verdedigd. Hij is hierop nooit
teruggekomen, waarschijnlijk heeft hij niet aan deze
hypothese vastgehouden. Op grond van de meening,
dat in de roode bloedlichaampjes meer kinine overging
dan in het plasma, wees Morge;nroth op de mogelijk-
heid, dat de uitgezwermde jonge vormen niet in staat
zouden zijn om in nieuwe bloedlichaampjes binnen te
dringen en daardoor gedoemd waren in het plasma van
honger te sterven.

Hier staan dus twee opvattingen tegenover elkaar.
Goi^gi meent, dat de roode bloedlichaampjes weinig
kinine opnemen en daardoor de malaria-verwekkers be-
schermen; Morg^nroth meent dat de roode bloed-
lichaampjes juist veel kinine opnemen, doch dat de

kinine geen direct vergift voor de plasmodiën is, doch
op deze slechts een negatief chemotactische invloed
uitoefent.

Zooals wij nog zullen zien, vinden beide opvattingen
steun bij schrijvers die in plasma en bloedlichaampjes
de kinineconcentratie hebben bepaald; in hoofdstuk IV
zullen wij bespreken, waarop deze verschillende uit-
komsten berusten.

In beide theoriën is echter het primaire, dat om een
werking op de malaria-verwekkers te kunnen uit-
oefenen, de kinine eerst in het bloed aanwezig moet
zijn.

Tegenwoordig is de meest aangenomen theorie over
de werking van chemotherapeutica op de parasieten van
dierlijken aard (protozoën) deze, dat door het chemo-
therapeuticum een directe werking op de parasieten
wordt uitgeoefend en dat de hierdoor aangetaste
microorganismen door deelen van de gastheer verder
worden aangevallen en overwonnen. Deze theorie,
hoeveel er ook voor te zeggen valt, is nog niet bewezen,
zelfs voor geen enkel microorganisme en geen enkel
chemotherapeuticum. Doch dit behoort niet tot de
vraagstukken welke wij in dit proefschrift hebben ter
hand genomen.

Wij willen er thans slechts op wijzen, dat in elk
geval als eerste gebeuren een directe werking van het
therapeuticum (in casu kinine) op het microorganisme
(in casu het malariaplasmodium) wordt aangenomen.
Aangezien het laatste zich in het bloed bevindt, zal het
belangrijkste zijn, dat ook de kinine in het bloed ver-

schijnt. Voor een rationeele therapie moeten wij ons
dus de vraag stellen hoe snel en in welke mate wordt
kinine in het bloed opgenomen bij toediening langs
verschillende wegen. De beantwoording van deze
vraag kan ook voor de therapie van andere ziekten van
beteekenis zijn, al kunnen zich daarbij ook vragen om-
trent het binnendringen van kinine in organen voor-
doen. Wij denken hier bijv. aan de voorkeur voor de
intramusculaire inspuiting die vele medici aan den dag
leggen bij de behandeling van ziekten als longont-
steking en roodvonk met kinine. Het kan mogelijk zijn
dat het onderzoek naar de kininespiegel in het bloed
na toediening door de mond in vergelijking met die
na toediening door inspuiting in de spieren, hiervoor
een rationeele verklaring zou kunnen geven.

HOOFDSTUK 1.
OVERZICHT VAN DE METHODEN VOOR DE

bepaling en extractie van kinine

IN BLOED.

Bij de bestudeering van de literatuur over de kinine-
spiegel in het bloed na toediening van kinineprepara-
ten, trekt het de aandacht, dat iedere onderzoeker van
dit onderwerp weer begonnen is met het uitwerken
eener nieuwe analyse-methode. Het blijkt n.1. dat de
concentraties van de kinine in het bloed van de met
dit alkaloïde behandelde menschen en proefdieren zeer
klein zijn; zij liggen beneden de 10 y per cm®. Men
heeft bij deze concentraties reeds zeer snel hooge pro-
centueele afwijkingen, te wijten aan de groote fouten-
bronnen die ieder onderdeel der gevolgde werkmethode
mee kan brengen.

Het uitwerken van een analysemethode is te splitsen
in twee deelen:

A.nbsp;De methode ter bepaling van de kinine.

B.nbsp;De methode ter extractie van het alkaloïde uit
bloed en wel zoodanig, dat de uitgewerkte bepalings-
methode hierna te gebruiken is.

A. DE bepalingsmethoden.

De bepahngsmethoden die toegepast zijn kunnen wij
in drie groepen verdeden:

L chemische methoden.

2.nbsp;optische methoden.

3.nbsp;biochemische methoden.

1. Chemische methoden.

Deze berusten op de bepahng van de mindere of
meerdere opalescentie, die ontstaat na toevoeging van
een alkaloïde-reagens bij een kinineoplossing. De inten-
siteit dezer opalescentie zal bij gelijke dispersiteits-
graad evenredig zijn met de concentratie van het alka-
loïde. Een der gevoeligste reagentia hiervoor is het
kaliumkwikzilverjodide. Gie;msa was de eerste onder-
zoeker die met dit reagens de kinineconcentratie in
het bloed bij honden heeft nagegaan. In de samen-
stelling waarin het door deze auteur gebruikt is, wordt
het dan ook „Giemsa reagensquot; genoemd.

De manier van bepaling die de meeste onderzoekers
volgden bestond hierin, dat men de opalescentie der on-
bekende oplossingen vergeleek met die van bekende
concentratie, of dat men de te onderzoeken vloeistof
met water verdunde tot het toevoegen van het reagens
geen opalescentie meer gaf.

Met het Giemsa-reagens hebben de volgende auteurs
het kininegehalte van het bloed bepaald:

Giiïmsa 1908, Cahn-Bronnur 1919, Boiïckisr 1920,
Akashi 1923, Tchapkëwitch 1925, Roy 1926,
SvUDSKii 1927.

Het kaliumkwikjodide geeft een opalescentie tot in
een verdunning van 1 : 200.000. Volgens sommige
auteurs, o.a. Boe;cke;r en Sterkin krijgt men nog een

1) 27 g HgCl^ in ISOO g aqua dest., 100 g KJ in 500 g aqua dest.,
20 g ijsazijn.

positieve reactie bij een verdunning van 1 : 400.000.
Het positief uitvallen der reactie bij deze verdunning
hangt volgens StERKin echter van nog onbekende fac-
toren af. Hij kon bij genoemde concentratie slechts in
50% der gevallen een opalescentie waarnemen. In de
onzekerheid over de gevoeligheid kunnen wij reeds
een bezwaar zien tegen de methoden, welke de graad
van verdunning bepalen waarbij nog opalescentie op-
treedt, zooals B0IÏCK13R, Sv£;dskii en Tchapkiïwitch
dit bij hunne onderzoekingen toepasten.

Stërkin en Hï;i,i'Gat onderzoeken verder het rea-
gens op zijn geschiktheid een stabiele en tevens repro-
duceerbare opalescentie te geven. Wat betreft de re-
produceerbaarheid geven zij een afwijking aan, welke
ligt tusschen 16% en —35%, terwijl de sterkte der
opalescentie in verband met de concentratie een afwij-
king blijkt te hebben van gemiddeld 40%. Hieruit
volgt dat deze methode voor nephelometrische kinine-
bepalingen niet bijzonder geschikt is. Maar bovendien
is een concentratie van 1 : 400.000 nog vrij hoog. Bij
toediening van normale hoeveelheden kinine ligt deze
concentratie slechts weinig beneden de maximale con-
centratie, welke in het bloed bereikt wordt. Wil men
nu toch op deze manier de concentratie bepalen, dan
moet men van grootere hoeveelheden bloed uitgaan en
de kinine tenslotte in een kleiner volume oplosmiddel
oplossen. Dit heeft het bezwaar dat men geen reeks
bepalingen bij eenzelfde proefdier kan doen.

Ramsdën, Lipkin en WhiTle;y publiceeren in 1918
uitvoerig een bepalingsmethode, waarbij zij het reagens

van Tanret gebruiken. De gevoeligheid der reactie
kunnen zij aanmerkelijk verhoogen door de kinine op
te lossen in een verzadigde ammoniumsulfaatoplos-
sing. Zij vergelijken de verkregen troebeling met die,
welke ontstaat na toevoeging van het reagens aan ver-
zadigde ammoniumsulfaatoplossingen met een kinine-
gehalte van 2, 4, 6, 8 en 10 y per cm^ Door verdere
bepaling in de nephelometer kunnen zij dan de meer
nauwkeurige concentratie vinden. De beste resultaten
worden verkregen bij een concentratie van 3—5 y per
cm®, met een gemiddelde fout van 3%. Als bepalings-
methode voor de lage alkaloïdeconcentraties schijnt
deze methode dus wel geschikt.

Gibbs (1928) volgt dezelfde bepalingsmethode bij
zijn onderzoek. Roy (1926) maakt ook gebruik van
het gunstig effect welk een verzadigde ammonium-
sulfaatoplossing als oplosmiddel voor het alkaloïde
heeft. Echter als reagens neemt hij een gewijzigd
WAGNER-reagens, n.1. een 1/100 N. jodiumoplossing in
1/10 N. zoutzuur. Door het zoutzure milieu wordt de
gevoeligheid van het Wagner-reagens verhoogd. Hij
vergelijkt de roodbruine troebeling, welke ontstaat na
toevoeging van de jodiumoplossing bij de te onder-
zoeken oplossing met die, welke ontstaat bij een reeks
standaardoplossingen en kan aldus tusschen 45 en
30 Y in 5 cm® een verschil van 2 y bepalen en tusschen
30 en 1 Y een verschil van I y.

Vedder en Masen (1930) merken op dat voor dit
doel een groote reeks vergelijkende bepalingen noodig

1) 1.35 g HgCl^ in 75 cm^ aqua dest., 5 g KJ in 20 cms aqua dest.

is en dat, daar de troebeling niet erg stabiel is, op
deze manier slechts één onbekende telkens met één
reeks standaardbepahngen vergeleken kan worden. De
geringe stabiliteit verbeteren deze onderzoekers door
Arabische gom toe te voegen. Men krijgt dan in plaats
van het bruine neerslag een heldere bruine oplossing,
waarvan de kleursterkte voldoende evenredig is met
de concentratie, zoodat deze in een Dubosq-colorimeter
te bepalen is.

Nog betere resultaten verkrijgen zij wanneer het
WAGNËR-reagens vervangen wordt door een oplossing
van kaliumbismuthjodide; als oplosmiddel voor de
kinine wordt dan een 2 N. zwavelzure oplossing ge-
bruikt, welke verzadigd is met zinksulfaat en tenslotte
wordt weer Arabische gom toegevoegd. Zij kunnen
dan concentraties tusschen 2 en 0.2 y per cm® met een
nauwkeurigheid van 0.2 y bepalen. Ook met 10 pro-
centig silicowolfraamzuur als reagens hebben zij goede
resultaten verkregen door de troebeling nephelome-
trisch met die van de standaardoplossingen te verge-
lijken.

Volledigheidshalve noemen wij de onderzoekingen
van Hai.be;rkann (1919) en van Akashi (1923) welke
voor hun proeven het alkaloïde gewichtsanalytisch be-
paalden door het als kinine te wegen. Tenslotte worde
nog vermeld de titrimetrische methode van Hatche;r
en Wei SS (1926) welke berust op de ontkleuring van
broomwater door het vermogen van kinine broom te
addeeren. Hiervoor is echter minstens 1 mg kinine per
5 cm® noodig.

2. Optische methoden.

De optische methoden berusten op de vergelijking
van het fluorescentieverschijnsel dat oplossingen van
kininesulfaat vertoonen, indien zij met ultraviolet licht
bestraald worden. Deze fluorescentie maakt het aan-
toonen van kinine tot in een verdunning van 1 :
50.000.000 mogelijk. De toepassing van deze inderdaad
zeer gevoelige methode wordt echter bemoeilijkt door
de groote storende invloed van verontreinigingen op
het fluorescentieverschijnsel.

Denigès (1903) bepaalde reeds op deze manier het
kininegehalte van bloed en van urine. Hij vergeleek
de door extractie verkregen kinineoplossingen bij het
licht van een brandende magnesiumband. Ook Hart-
mann en Zii,a (1918) onderzochten de concentratie van
kinine in bloed volgens deze methode. Ofschoon hun
resultaten in vele handboeken worden aangehaald,
kan men echter geen beschrijving van hun bij de be-
paling gebruikte opstelling vinden. Vele auteurs heb-
ben vervolgens de eigenschap der fluorescentiestraling
slechts gebruikt als schatting voor het meer of minder
aanwezig zijn van kinine.

Pantschenkow en Kirstner (1920) vergeleken
voor quantitatieve doeleinden de onbekende kinine-
sulfaatoplossing met een reeks standaardoplossingen.
Zij hielden de oplossingen, welke zich in reageerbuizen
bevonden, onder een kwartslamp. De gevoeligheid be-
reikte dan haar grens bij 1 : 2.000.000. Wij kunnen
hier echter nog niet van een nauwkeurige methode

spreken. De concentraties van hun standaardreeks
klimmen met 50% op, d.w.z. dat dit ten naastenbij hun
proeffout is.

Binet en Fabrë (1926) maakten gebruik van een
methode, waarbij zij met behulp van de fotografische
plaat de sterkte der fluorescentiestraling — opgewekt
met licht van een bepaalde golflengte — vergeleken.

Ook zij beschrijven geen nauwkeurige opstelling en
geven geen waarden voor hun foutengrenzen aan. Hun
publicatie houdt een afbeelding in van een aldus ver-
kregen fotografische plaat. Daarop is het verschil tus-
schen de oplossingen, welke een concentratie hebben
van 1 : 10.000 en 1 : 25.000 niet zeer duidelijk. Bij de
hierbij gebruikte belichtingstijd heeft de oplossing met
een concentratie 1 : 50.000 reeds geen effect meer op
de plaat. Als bepalingswijze zal deze methode, wil zij
voldoende nauwkeurig zijn, ook zeer omslachtig zijn.

3. Biochemische methoden.

Om het kininegehalte in het bloed te bepalen, ver-
meldt MorgknroTh (1918) een methode welke berust
op de anaesthetische werking van kinine op de cornea
van het konijn. De fout bij deze bepaling is zooals hij
zelf, wellicht nog wat optimistisch, aangeeft 25%.

Retzi^afF (1921) maakt gebruik van de remmende
werking, welke kinine heeft op de groei van Paramae-
cium caudatum. Deze werking is het sterkst bij een
concentratie van 1 : 200.000 tot 1 : 220.000. SchnabEi,
(1921) heeft ook onderzoekingen over kinine gedaan.
Hij gebruikt de door hem voor optochine toegepaste

bepalingsmethode. Zij berust op de eigenschap van het
optochine, de reduceerende werking van pneumococ-
cen op methyleenblauw te beïnvloeden.

Rona en Bi,och (1921) hebben de ferment-vergifti-
gende werking van kinine op de splitsing van tributy-
rine door serumlipase toegepast. Uit het verschil der
reactieconstanten, die zij stalagmometrisch bepalen
voor en na het toevoegen van kinine, kunnen zij de
kinineconcentratie berekenen. Deze methode is geschikt
om een concentratie van 2 y in 10 cm® vloeistof te
bepalen.

B. DE extractiemethoden.

Ook aan methoden om kinine uit bloed en organen
te isoleeren heeft het niet ontbroken. Als extractie-
vloeistoffen voor kinine zijn gebruikt alcohol, aether
en chloroform. Deze oplosmiddelen zullen behalve
kinine, natuurlijk ook andere stoffen uit het bloed
extraheeren. Om de bovengenoemde chemische bepa-
lingsmethoden toe te passen, moet men deze stoffen
echter zorgvuldig verwijderen, daar de reagentia ook
hiermede reageeren en neerslagen vormen. Bij de flu-
orescentiemetingen hebben deze stoffen een nog groo-
tere storende invloed, zooals wij later zullen zien.

Alvorens de isolatiemethoden te bespreken, moeten
wij er de aandacht op vestigen, dat kinine en haar
zouten zeer gemakkelijk aan verschillende oppervlak-
ten geadsorbeerd worden, zooals bijv. filtreerpapier,
neerslagen en kool. Bij vele der gebruikte methoden
wordt echter het vormen van neerslagen of herhaald

filtreeren niet vermeden. Het verlies tengevolge van
het groote adsorptievermogen van kinine zal dus voor-
al bij de kleine hoeveelheden waarmede men hier te
doen heeft, een aanzienlijk percentage kunnen be-
dragen.

De wijzen ter extractie van kinine uit het bloed
vallen te onderscheiden in:

1.nbsp;Extractie uit de gedroogde stof.

2.nbsp;Extractie uit de bloedoplossing

a.nbsp;met onteiwitten,

b.nbsp;zonder onteiwitten.

1. Droge extractie.

Men laat hiertoe de te extraheeren vloeistof opdro-
gen op stoffen die de oppervlakte vergrooten, zooals
natriumsulfaat, natriumbicarbonaat of zand. Ook kan
men voor dit doel het bloed over asbest laten uitvloeien.
De gedroogde massa wordt dan na fijnpoederen, bijv.
in een soxhlettoestel, geëxtraheerd.

Vedder en Masen passen het indrogen op asbest bij
hun methode toe. Volgens dezen zou het bloed voldoen-
de alkalisch zijn om de kininebase met aether te extra-
heeren zónder voorafgaande toevoeging van alkali. Zij
pipetteeren 5 cm® bloed op asbest en extraheeren dit
gedurende 2 uren in een voor dit doel geconstrueerd
extractietoestel, met aether. Na verdampen van de
aether wordt het residu in 5 cm® 0.5 N. zoutzuur op-
gelost en gefiltreerd door een speciaal filter; het is
dan voor hun concentratiebepaling geschikt.

John (1932) heeft dit onderzoel: over de kininecon-
centratie in het bloed van met kinine behandelde per-
sonen volgens deze methode voortgezet.

Pantschenkow en KirstnER, die volgens de fluo-
rescentiemethode bepalingen verricht hebben, beschrij-
ven een wijze van extractie, die bij toepassing op
kininevrij bloed een oplossing geeft welke niet zou
fluoresceeren. Aan deze eisch is zeer lastig te voldoen
en dit is dan ook wel een der hoofdredenen, waarom
de fluorescentiemethode zoo weinig door de verschil-
lende onderzoekers voor quantitatieve doeleinden ge-
bruikt is. De genoemde auteurs gaan als volgt te werk.
Zij mengen het kininehoudend bloed met een voldoen-
de hoeveelheid natriumbicarbonaat en laten dit
mengsel op een waterbad gedurende 1 tot iy2 uur
indrogen. Na fijnpoederen wordt dan 24 uur in een
soxhlettoestel met aether geëxtraheerd, de aether ver-
dampt en het residu in 1 tot 2 cm® zwavelzuur
opgenomen. Deze oplossing wordt dan op de hierboven
genoemde manier onder de kwiklamp vergeleken met
de standaardoplossingen.

Sterkin en HeIvFGat beschrijven een zeer omslach-
tige methode, waarbij zij het bloed op natriumsulfaat
laten indrogen. Deze massa wordt 2 maal gedurende
24 uur met alcohol geëxtraheerd, vervolgens 3 maal 24
uur met aether en dan nog eens 24 uur met 0.01 N.
zoutzuur. De filtraten worden ingedampt, het residu
in zoutzuur opgenomen, gefiltreerd en het fikraat
drooggedampt. De achterblijvende rest wordt in chlo-
roform opgenomen, gefiltreerd en de chloroform weer

verdampt. Het residu is nu na opnemen in zoutzuur
voor bepaling van het kininegehalte geschikt.

2. Extractie uit de bloedoplossing.

a. Met onteiwitten.

Het nadeel van de methoden welke op extractie van
het bloed na onteiwitten berusten, is het zeer volumi-
neuze neerslag dat hierbij gevormd wordt. Met de
eiwitten zal ook een aanzienlijk gedeelte van het alka-
loïde neerslaan en herhaald uitwasschen is nu zeker
een vereischte.

Verder is bij de extractie uit bloedoplossingen her-
haald schudden noodig, waarbij de sterke emulsie-
vorming veel ongemak oplevert.

Als extractiemethode, waarbij onteiwitten van het
bloed plaats heeft, kunnen wij de bekende methode
voor alkaloïde-extractie van Stas—Otto—Ogier
noemen.

Van deze methode hebben Hartmann en Zii,a
(1918) en ook FabrE (1926) gebruik gemaakt. De
onderzoekers volstaan met het noemen dezer extractie-
methode. Controleproeven of opgaven over verliezen
worden niet aangehaald. In hoeverre kininevrij bloed
na de bewerking het fluorescentieverschijnsel, waarop
hun bepaling berust, vertoont, is eveneens bijna niet
aangeroerd.

Een andere reeks auteurs hebben met ammonium-
sulfaat onteiwit, zooals dit het eerst is beschreven door
RamsdEn en Lipkin (1918). Acton, King, Chopra

(1921), Roy (1926) en Gibbs (1926) hebben van deze
methode gebruik gemaakt. Zij komt op het volgende
neer:

5 cm® bloed worden verdund met 5 cm® water. Hier-
bij worden 20 cm® eener verzadigde ammoniumsul-
faatoplossing die 0.6% zwavelzuur bevat en nog 5 g
vast ammoniumsulfaat gevoegd. Dit mengsel wordt
dan gekookt en het gevormde neerslag door een Gooch-
kroes afgefiltreerd. Het neerslag wordt weer met 20
cm® aangezuurde ammoniumsulfaatoplossing behan-
deld en afgefiltreerd. Deze bewerking wordt 10 maal
herhaald. Bij de verzamelde fikraten (± 200 cm®)
wordt 10 cm® ammonia gevoegd en nu met respectieve-
lijk, 20, 15, 15 en 10 cm® aether uitgetrokken. Na ver-
dampen van de aether wordt het residu in 10 cm®
verzadigde ammoniumsulfaatoplossing opgenomen.
Volgens de opgave van Ramsdën en Lipkin is de fout
hierbij 4%. Toch kunnen Acton en King en ook Gibbs
na toevoegen van 50 y kinine bij bloed hoogstens 75%
ervan terugvinden. Het verlies wordt aan het ont-
eiwitten toegeschreven, want bij de extractie van een
waterige kinineoplossing vinden zij op deze manier
95% terug.

b. Zonder onteiwitten.

Nu gaan wij over tot het bespreken van een veel
toegepaste methode n.1. de directe extractie van kinine
uit het bloed, nadat hiervan een homogene vloeistof
is gemaakt.

Het eenvoudigste voorschrift is dat van Giemsa en

ScHAUMANN, dat echter o.a. volgens Retzi,afp een
verlies van 25% geeft. De onderzoekers gaan voor
serum als volgt te werk: het serum wordt alkalisch
gemaakt en met aether uitgetrokken. De aether wordt
verdampt, de achterblijvende rest in verdund zwavel-
zuur opgenomen en gefiltreerd. In het fikraat wordt
dan met het Giemsa-reagens het kininegehalte bepaald.
Volgens vele auteurs krijgt men echter op deze manier
ook bij kininevrij bloed een duidelijke opalescentie.

HalbERKANN (1919) en Akashi (1921) geven een
beter uitgewerkte methode aan, welke zij bij hun ge-
wichtsanalytische bepalingen gebruikten. Bij 40 cm®
bloed worden 50 cm® water en 10 cm® 15% natronloog
gevoegd. Dit mengsel wordt 3 maal met 100 cm® aether
in een scheitrechter uitgetrokken. De aether wordt ge-
filtreerd, vervolgens 2 maal met 20 cm® 0.1 N. zout-
zuur en nog 1 maal met 15 cm® water behandeld. Deze
oplossingen worden dan nog eens met aether behan-
deld en nu na alkalisch gemaakt te zijn, de kinine met
aether uitgeschud. De aetherische oplossing wordt met
natriumsulfaat gedroogd, gefiltreerd en verdampt.
Het residu wordt bij 110° gedroogd en gewogen.

Akashi vindt op deze manier na toevoeging van
bijv. 0.2 gr kinine 96% terug. BoEckUr gebruikt
een dergelijke methode, maar past ze toe bij kleinere
hoeveelheden kinine.

Als laatste noemen wij het werk van HatchëR en
Wei ss, die chloroform-extractie toepassen. Ook
Gibbs verwacht van chloroform, ofschoon hij deze zelf
niet gebruikt, als extractiemiddel goede resultaten. De

werkwijze van Hatchër en Weiss is als volgt:
100 cm® bloed wordt met 10 cm® 30% natronloog ver-
warmd, tot een homogene oplossing ontstaan is. Deze
wordt dan enkele malen met chloroform behandeld.
Het residu, na verdampen van de chloroform, wordt in
verdund zwavelzuur opgenomen, alkalisch gemaakt en
de kinine weer met chloroform uitgetrokken. Deze wordt
dan afgedestilleerd en het alkaloïdegehalte door broom-
titratie bepaald. Dat kinine door het verwarmen met
de sterke loog niet ontleed wordt, controleeren zij door
de volgende proef: 50mg kininesulfaat opgelost in
10 cm® 40% loog worden gedurende 1 uur op het water-
bad verwarmd. Zij vinden dan de toegevoegde hoe-
veelheid kinine bijna quantitatief terug.

Uit deze opsomming der extractiemethoden blijkt,
dat de onderzoekers hierin een moeilijke taak hebben
gezien, waarvan de uitwerking zeer tijdroovend is.
Het is dan ook een voordeel der meeste biologische
bepalingsmethoden, dat deze mogelijk zijn zonder de
kinine uit het bloed te isoleeren.

HOOFDSTUK 11.

de bij dit onderzoek toegepaste
methoden.

1. DE BEPAUNGSMETHODE.

Teneinde de concentratie van een oplossing van
kininesulfaat te bepalen, werd gebruik gemaakt van
het fluorescentieverschijnsel dat deze op zichzelf
kleurlooze oplossing geeft, indien er ultraviolet licht
invalt. Het blauwe fluorescentielicht van zulk een op-
lossing is nog tot in een verdunning van 1 : 50.000.000
duidelijk waar te nemen. De betrekking welke tus-
schen de intensiteit van het fluorescentielicht en de
concentratie bestaat, heeft Enneking experimenteel
nagegaan. Hij heeft zijn lichtmetingen o.a. uitgevoerd
met de Pulfrich-photometer, en gebruikt hierbij
kininesulfaat oplossingen in 0.1 N. zwavelzuur. Be-
neden een concentratie van 100 y per cm® vindt hij een
lineair verband tusschen de intensiteit der fluorescen-
tie en de concentratie. Voor ons doel is het niet noodig
hier verder op in te gaan. Voldoende is het, te weten
dat in het bepalingsgebied beneden de 10 y per cm®,
met iedere bepaalde concentratie — onder overigens
gelijke omstandigheden — een bepaalde intensiteit van
het fluorescentielicht overeenkomt.

Wij hebben, om de intensiteit van de fluorescentie
te bepalen, een photometrische methode gebruikt,
waarvoor de benoodigde opstelling grootendeels ana-
loog is aan een opstelling welke op het Physisch Labo-

1) Samenvattende literatuur: P. Danckwortt „Lumineszenzanalysequot;
1934 Leipzig Akad. Verlagsges. m. b. H.

ratorium te Utrecht in gebruik is. De methode berust
op de visueele vergelijking van de intensiteiten van het
fluorescentielicht en het licht eener standaardlichtbron.

Voor deze vergelijking wordt uitgegaan van de
eigenschap van ons oog, om met groote nauwkeurig-
heid een verschil in lichtintensiteit te kunnen vast-
stellen, indien stralen — die een gelijke kleurindruk ge-
ven — op twee vlakjes vallen waarvan het een het an-
dere geheel omringt. Om dit in ons geval toe te passen,
laten wij het fluorescentielicht uit een opening treden
die omringd is door een wit vlakje, dat beschenen
wordt door het licht van een vergelijkings-lichtbron.
Dit licht moet ter vergelijking dezelfde kleurindruk
geven als het fluorescentielicht. De stralen van de
standaardlichtbron moeten dus door een bepaald kleu-
renfilter gaan.

Om volgens dit principe een vergelijking der lichtin-
tensiteiten te kunnen uitvoeren, wordt gebruik gemaakt
van een horizontaal liggend cylindervormig cuvetje,
waarin zich de oplossing van kininesulfaat bevindt.
Het glazen cuvetje is aan de buitenzijde wit geverfd.
Aan de vlakke voorzijde is door wegkrabben der verf
een venster gemaakt. Door een ronde opening aan de
bovenzijde valt het ultraviolette licht in de oplossing
en brengt deze tot fluorescentie. Het fluorescentielicht
treedt dan door het venster naar buiten. Door de
terugkaatsing op de wit geverfde zijwanden wordt de
intensiteit van het uittredende fluorescentielicht ver-
groot. Op het witte voorvlak valt nu verder het licht
van de standaardlichtbron. De lichtstralen zullen door

het venster in de oplossing dringen en door de witte
zijwanden van het cuvetje diffuus verstrooid worden.

Indien enkel de standaardlamp brandt, zien wij het
venster dan ook donker afgeteekend op het lichte voor-
vlak. Omgekeerd moet, wanneer zich in het cuvetje
een oplossing van kininesulfaat bevindt en de ultra-
violetlamp alleen brandt, enkel het venster helder af-
geteekend zijn op het donkere voorvlak. Om dit effect
te bereiken moet dus op het voorvlak alleen licht van
het standaardlampje vallen en moeten de zichtbare
stralen der ultravioletlamp zooveel mogelijk afge-
schermd zijn.

Indien aan de voorgaande eischen voldaan is, zien
wij op het voorvlak de beide lichtsoorten naast elkaar.
Naargelang de standaardlamp verder van het cuvetje
af staat, zal de intensiteit van het licht ervan op het
voorvlak minder groot zijn. Bij een bepaalde stand
van de standaardlamp zal de intensiteit gelijk zijn aan
de intensiteit van het fluorescentielicht in het venster
en ziet men dus het voorvlak als één gelijkmatig ver-
licht vlak. De beoordeeling hiervan mag echter niet
afhankelijk zijn van de kijkrichting naar het voorvlak.
Hieraan o.a. voldoet de samenstelling der witte verf
die op het cuvetje is aangebracht.

1) De samenstelling der witte verf is als volgt:
4 gewichtsdeelen zinkoxyde
1nbsp;„nbsp;spiritus

4nbsp;„nbsp;celluloselak

het mengsel aanroeren tot dikke pasta; bij gebruik verdunnen met 2
deelen spiritus.

De celluloselak wordt bereid door
15 gewichtsdeelen kamfer
100nbsp;„nbsp;spiritus

10nbsp;„nbsp;kleurlooze cellulose

te roeren tot alles is opgelost.

Na deze uiteenzetting van het principe der bepa-
lingsmethode kunnen wij overgaan tot de beschrijving
van de opstelling, welke gebruikt wordt en die natuur-
lijk in een donkere kamer geplaatst is. De opstelling
(fig. I) bestaat uit de volgende onderdeelen:

A.nbsp;De bron van het ultraviolette licht.

B.nbsp;Het cuvetje voor de oplossing van kininesulfaat.

C.nbsp;De standaardlichtbron.

D.nbsp;Het filter voor dit standaardlicht.

E.nbsp;De kijker.

A. De Bron van het ultraviolette licht.

Wij hebben hiervoor een in het laboratorium aan-
wezige Hanauer kwartslamp van 220 volt gelijkstroom
gebruikt. Aan deze kunstmatige hoogtezon zijn, om de
lamp voor ons doel geschikt te maken, eenige verande-
ringen aangebracht. Het uittreden van het zichtbare
licht moet n.1. volkomen verhinderd worden. Te dien
einde wordt de reflectorkap aan de onderzijde geheel
afgesloten door een koperen plaat, waarin een opening
is van 3 X 5 cm; hierin wordt een lichtfilter voor het
ultraviolette licht bevestigd. Voor het afvoeren van de
groote hoeveelheid warmte, die bij het branden van de
lamp vrij komt, is aan de bovenzijde van de kap een
dubbele elleboogpijp aangebracht. Hierdoor is na ver-
loop van een kwartier de ruimte onder de reflectorkap
op een constante temperatuur gekomen. Dit o.a. heeft
tot gevolg dat de intensiteit van het licht voldoende
constant blijft en dat de lamp niet uitgaat door te hooge
temperatuur onder de kap.

Om een constante intensiteit van het ultraviolette
licht te verkrijgen, moet verder de lamp met een con-
stante stroombron gevoed worden. Hiertoe wordt een
accumulatoren-batterij van 220 volt gebruikt en wordt
een regelbare weerstand van 24 ohm in serie tusschen-
geschakeld. De stroomsterkte wordt op een ampère-
meter, die tot 10 ampère aanwijst en waarop schom-
melingen van 0.1 ampère goed zijn waar te nemen,
afgelezen. Bij het inschakelen van de kwiklamp is de
stroomsterkte ongeveer 7 ampère; deze daalt snel en
na ongeveer 15 minuten wijst de ampèremeter constant
2.7 ampère aan.

Als filter voor het ultraviolette licht wordt een
uviol-glasfilter gebruikt, dat in hoofdzaak de stralen
van het golflengtegebied van 3100 tot 3600 A° door-
laat. Dit glas is bij Schott (Jena) verkrijgbaar onder
de naam uviolglas U.G.2. Het heeft een dikte van 4
mm. De lamp is zoo opgesteld, dat het midden van de
kwartsbuis zich 30 cm boven het cuvetje bevindt. Het
glasfilter is op 10 cm afstand van de kwiklamp aan-
gebracht.

B. Het cuvetje voor de kininesulfaatoplossingen.

Over dit glazen cuvetje hebben wij reeds het een en
ander gezegd. De juiste vorm is duidelijk op de teeke-
ning te zien. Het is 41/2 cm lang, heeft een doorsnede
van 2 cm en een inhoud van 9 cm®. De zijwand steekt
4 mm buiten het voorvlak uit. Dit laatste bestaat uit
een glazen plaatje, dat geheel vlak aan de zijwand
vastgesmolten is. De ronde opening van het cuvetje is

1.1 cm in doorsnede en heeft een opstaande rand.

Het bedekken van het cuvetje met een ondoorzich-
tige verflaag geschiedt, door het eenige malen te
verven en telkens de aangebrachte verflaag goed te
laten indrogen. Op het voorvlak wordt deze laag dan
over een oppervlakte van 3X2 mm weggekrabd. Om
een scherpe afteekening van het venster bij de be-
lichting te verkrijgen moet ervoor gezorgd worden,
dat het wegkrabben van de verf zoo geschiedt, dat de
rand van de verflaag een scherpe hoek met het glas-
plaatje maakt.

Door het opstaande kraagje van de cuvettenopening
is het mogelijk, deze telkens op dezelfde manier in de
cuvettenhouder te plaatsen. De cuvettenhouder bestaat
uit een stuk koperen buis, welke precies om het cuvetje
past. Uit deze buis is een reep koper gesneden ter
breedte van het opstaande kraagje. Hierdoor wordt het
cuvetje na iedere vulling in dezélfde stand in de hou-
der geschoven. De ruiter, waarin de cuvettenhouder
geklemd is, wordt vastgeschroefd op een rail en zoo-
danig opgesteld dat de lichtstralen van het standaard-
licht onder een hoek van ongeveer 30° op het voorvlak
van het cuvetje vallen.

c. Het standaardlicht.

Als vergelijkingslichtbron dient een gloeilamp van
6 volt, 40 watt welke met een accumulator van 6 volt
gevoed wordt. De stroomsterkte waarmede het lampje
brandt, moet gedurende de bepaling constant blijven.
Om de regeling van deze stroomsterkte in de hand te

hebben, is een schuif weerstand van 1.5 ohm in de
keten opgenomen en tevens een ampèremeter die tot
10 ampère aanwijst en een schaalverdeling van 0.1 am-
père heeft. Om de lamp niet aan een te sterke stroom-
stoot bloot te stellen, wordt bij het sluiten van de keten
de weerstand geheel ingeschakeld en dan langzaam
verminderd tot de stroomsterkte 5 ampère is. Na onge-
veer 15 minuten blijft deze constant; de weerstand
van de schakeling verandert dan niet meer, daar de
temperatuur van het geheele systeem constant is ge-
worden. Om tijdens de meting een verandering in de
stroomsterkte uit te sluiten, moet er zorg voor gedragen
worden, dat de accumulator steeds voldoende geladen
is, de verbindingsdraden dik zijn en de contacten goed
sluiten, daar dit alle bronnen zijn van veranderingen
in de stroomsterkte. Wij constateerden dat een schom-,
meling van 0.05 ampère reeds een goed merkbare ver-
andering in de lichtintensiteit van het lampje gaf.

De lamp is gemonteerd in een cylindervormige me-
talen huls die van binnen dof zwart geverfd is. De huls
heeft een doorsnede van 5 cm. Aan de voorzijde is zij
afgesloten door een plaat waarin in het midden een
ronde opening van 4.5 mm doorsnede is aangebracht.
Het geheel wordt bevestigd op een ruiter, die over een
rail van 1 m lengte heen en weer kan geschoven wor-
den. Aan deze ruiter bevindt zich een wijzer die op een
50 cm lange lat — welke in millimeters verdeeld is —
de stand van de lichtbron aangeeft. Ken kleine opening
aan de onderzijde van de huls laat een lichtbundel op
de wijzer vallen, zoodat de stand gemakkelijk in het

donker kan afgelezen worden. Aan de achterzijde van
de huls is nog een afgeschermde opening om de vrij-
komende warmte naar buiten te laten treden.

D.nbsp;Het filter voor het standaardlicht.

Het licht van de standaardlamp moet door een zoo-
danig filter gaan, dat de kleur op het voorvlak van het
cuvetje gelijk is aan de kleur van het fluorescentie-
licht. Wij mengden hiertoe een oplossing van het paars-
achtige pyrrolblauw en het groenachtige patentblauw
in een cuvet van 3 X 10 X 10 cm. Door telkens enkele
druppels van de eene oplossing of van de andere toe
te voegen, hebben wij het gewenschte resultaat bereikt.
De cuvet wordt met een glazen plaat afgesloten. De
kleur der oplossing is gedurende de geheele reeks van
metingen niet veranderd.

e.nbsp;De kijker.

Aan de houder van het cuvetje voor de kininesul-
faatoplossingen is een kijker bevestigd, waardoor de
stand van het oog bij iedere bepaling dezelfde is. Hij
bestaat uit een kartonnen koker van 14 cm lengte, met
een doorsnede van 3 cm. Aan de naar het cuvetje ge-
keerde zijde is een diafragma met een opening van
1.5 cm doorsnede bevestigd. De lengteas van de kijker
valt samen met die van het cuvetje. Indien wij door
de koker naar het cuvetje kijken, zien wij enkel het
voorvlak. Ons oog bevindt zich dan op een afstand van
25 cm van het cuvetje, dus op de afstand van duidelijk
zien.

Voor het meten zijn nu nog een reeks standaard-

oplossingen noodig. Voor het bereiden hiervan werd
uitgegaan van een kininesulfaat 8 aq. dat 74.15%
kinine bevatte. Dit was geanalyseerd volgens de me-
thode aangegeven in de commentaar op de Nederland-
sche Pharmacopee Ed. V. De oplossingen werden ge-
maakt in 0.1 N. zwavelzuur en bevatten het volgende
aantal Y per cm®: 8.0, 7.5, 7.0, 6.5, 6.0, 5.5, 5.0, 4.5, 4.0,
3.5, 3.2, 3.0, 2.7, 2.5, 2.3, 2.1, 2.0, 1.9, 1.8, 1.7, 1.6, 1.5,
1.4, 1.3, 1.2, 1.1, 1.0, 0.9, 0.8, 0.7, 0.6, 0.5.

Deze oplossingen werden ongeveer iedere maand
ververscht, daar zij aan bederf onderhevig zijn.

meetmethode.

De vergelijking der lichtintensiteiten gaat in ons
geval het gemakkelijkst wanneer de afstand van de
lamp tot het cuvetje varieert tusschen de 80 en 40 cm;
o.a. wordt ons oog dan het minst snel vermoeid. Indien
wij de sterkten van de fluorescentie der standaard-
oplossingen onderling vergelijken, dan blijkt het ver-
schil in intensiteit van het fluorescentielicht eener
oplossing die bijv. 8 y per cm® bevat en het licht eener
oplossing die 1.5 y per cm® bevat zoo groot te zijn, dat
de standaardlamp in het laatste geval veel te ver weg-
geschoven moet worden om gelijke intensiteit op het
voorvlak te krijgen. Wij kunnen echter ook de sterkte
van het fluorescentielicht verzwakken of versterken.
Immers door de stand van het cuvetje onder het uviol-
filter te veranderen, verandert de intensiteit van het
invallend ultraviolette licht en dus ook de intensiteit
van het fluorescentielicht. Bij een stand loodrecht

onder het filter zal de fluorescentie-intensiteit het
grootst zijn.

Moeten wij de lamp buiten het gebied tusschen 80
en 40 cm verschuiven, dan veranderen wij de stand
van het cuvetje zoodanig dat de meting in het genoem-
de afstandgebied te verrichten is. Dit sluit in, dat de
door ons gevolgde methode geen absolute, maar een
vergelijkende methode is, waarbij bepaald wordt met
welke bekende concentratie van kininesulfaat de on-
bekende oplossing overeenkomt. Dit is voor ons doel
de geschiktste manier. Wij hebben er zoodoende slechts
voor te zorgen, dat bij één bepaalde serie metingen de
factoren welke de lichtintensiteiten beïnvloeden, gelijk
blijven.

Het verloop van de bepaling der concentratie eener
oplossing van kininesulfaat is nu als volgt:

5 cm® der onbekende oplossing worden in het cuvetje
gepipetteerd. De standaardlamp wordt op een afstand
van ongeveer 60 cm gesteld. Het cuvetje wordt nu door
verschuiven van de cuvettenhouder dusdanig onder
het ultraviolette licht geplaatst, dat de te vergelijken
lichtintensiteiten op het voorvlak ongeveer even sterk
zijn. Door schuiven van de standaardlamp wordt nu
enkele malen op gelijkheid van intensiteit ingesteld.
Voor eenzelfde oplossing liggen de verschillende instel-
lingen niet verder dan 0.5 cm uit elkaar. Nadat de
stand van de lamp genoteerd is, worden 5 cm® van een
standaardoplossing, die naar schatting ongeveer de-
zelfde concentratie heeft als de onbekende oplossing,
in het cuvetje gepipetteerd en vervolgens wordt met

de standaardlamp weer op gelijkheid van intensiteit
ingesteld. Na eenige oefening valt het niet moeilijk
vast te stellen, welke der oplossingen uit de standaard-
reeks wij moeten gebruiken, temeer daar de eigenlijke
kininebepalingen in bloed alle ongeveer in hetzelfde
concentratiegebied liggen. Is op deze manier de stand
van de lamp voor de oplossingen met de naast hoogere
en met de naast lagere concentratie bepaald, dan kan
hieruit door toepassing der kwadraten-wet de sterkte
der onbekende oplossing berekend worden. Immers
door de groote afstanden, welke wij bij onze bepa-
lingen hebben, mag het standaardlicht als puntvormige
lichtbron beschouwd worden. De lichtintensiteiten op
het voorvlak zullen dus bij benadering omgekeerd
evenredig zijn met de kwadraten der afstanden. Hier-
mede zijn dus ook de concentraties der oplossingen
omgekeerd evenredig.

Thans volge een uitgewerkt voorbeeld van de bepa-
ling eener oplossing met de onbekende concentratie X.

Op de beschreven manier vinden wij voor deze op-
lossing als lampafstand 75.0 cm. Voor de standaardop-
lossingen met de concentraties van 0.8 y en 0.7 y zijn
deze afstanden respectievelijk 72.5 en 77.0 cm. Door
toepassing van de kwadraten-wet is de concentratie
van X nu te berekenen:
t.o.v.

0.7 Y per cm®; 77.0^ : 75.0^ X : 0.7; X = 0.73^ y
0.8 Y per cm®; 72.5^ : 75.0^ = X : 0.8; X = 0.74^ y
Werkelijke waarde van X is 0.72 y
Door toepassing van de kwadraten-wet is de af-

stand die wij voor de concentratie van 0.7 y hadden
moeten vinden ook te berekenen:
0.7 : 0.8 ==72.5^ : a^
a = 77.5 cm; gevonden a = 77.0 cm.

In dit verschil van 0.5 cm komt de instelfout tot
uiting.

Het is ook mogelijk de onbekende concentratie door
rechtlijnige interpolatie tusschen de afstanden 72.5 en
77.0 cm te berekenen; dit geeft dan voor X een waarde
van 0.74^ y- Uit de uitkomst welke wij op deze manier
vinden blijkt, dat het gebruik van rechtlijnige inter-
polatie bij dergelijke kleine concentratieverschillen
(zfc 10%) en groote afstanden geoorloofd is. Wij pas-
ten dan ook rechtlijnige interpolatie bij onze bepalin-
gen geregeld toe.

Als toetsing der methode werden voor ons onbeken-
de oplossingen onderzocht. Van oplossingen met een
concentratie hooger dan 8 y per cm® werden verdun-
ningen gemaakt.

tabel 1.

Op deze manier kunnen wij dus de concentratie van
een kininesulfaatoplossing met voldoende nauwkeurig-
heid bepalen n.1. met een fout van 2—3%; terwijl bij
de concentraties beneden 2 y per cm® de afwijking
ongeveer 0.05 y is.

De minimum hoeveelheid die wij met de door ons
gebruikte opstelling kunnen bepalen bedraagt 0.5 y per
cm® of 1 : 2.000.000.

2. de extractiemethode.

De volgende taak was nu, een methode te vinden om
de kinine zoo quantitatief mogelijk uit het bloed te
isoleeren. Ons doel was een serie bepalingen bij
ieder proefdier te doen. Dit sloot dus in, dat voor iedere
extractie slechts een kleine hoeveelheid bloed beschik-
baar was; tevens moest de extractie niet te veel tijd
eischen om gelijktijdig de verschillende bloedmonsters
te kunnen behandelen.

Zooals wij reeds in Hoofdstuk I opmerkten, waren
door het groote adsorptievermogen van kinine en haar
zouten de methoden van onteiwitten of droge extractie
niet geschikt. Ook het schudden in een scheitrechter
was minder gewenscht door de hinderlijke emulsie-
vorming die hierbij optreedt en de groote hoeveelheid
extractiemiddel die noodig is.

Het bleek ons, dat de gunstigste resultaten verkre-
gen werden door van het bloed een homogene vloeistof
te maken door er sterke loog aan toe te voegen en dit
mengsel te verwarmen. Als extractiemiddel kozen wij
chloroform, die vele voordeden boven aether heeft o.a.

J

is de kinine hierin beter oplosbaar. Om het bloed op
een gemakkelijke manier met een soortelijk zwaar-
dere vloeistof te extraheeren gebruikten wij het door
ScHOORi. geconstrueerde extractietoestel, dat hierbij is
afgebeeld, (fig. 2).

Na het beëindigen der extractie en het verdampen
der chloroform moest het residu nog verder behandeld
worden, daar dit niet geheel uit zuivere kinine bestond,
maar ook nog andere mede geëxtraheerde bloedbe-
standdeelen bevatte.

De door ons toegepaste extractiemethode was ten-
slotte de volgende: Van het met natriumcitraat onstol-
baar gemaakte bloed werden 5 cm® in een kolfje ge-
pipetteerd. Het pipetteeren van het bloed gebeurde met
een uitvloeipipet. Bij het bloed voegden wij nu 2.5 cm®
30% natronloog, waardoor het tot een geleiachtige
massa stolde. Na ongeveer 10 minuten verwarmen op
=t 80° werd deze massa geheel vloeibaar en waren er
geen vaste deeltjes meer in waar te nemen. De bruine
vloeistof schonken wij na afkoelen voorzichtig op de
chloroform in de perforator. De kolf werd 2 maal met
een weinig water nagespoeld en daarna nog 1 keer met
chloroform. In de erlenmeyerkolf van het extractie-
toestel bevond zich ongeveer 10 cm® chloroform.

Gedurende 3 uren werd nu in een electrische ver-
warmingsoven geëxtraheerd. Bij een regelmatig ver-
loop der extractie was de chloroform in de erlenmeyer-
kolf geheel kleurloos. De perforator en de kolf werden
uit de oven genomen; door scheefhouden van de perfo-
rator lieten wij de chloroform door de zijbuis zooveel

mogelijk in de erlenmeyerkolf vloeien, goten nog eens
een weinig chloroform in de perforator en vingen deze
dan weer in de kolf op. De chloroform werd door des-
tillatie verwijderd tot het residu geheel droog was en
dit niet meer naar chloroform rook. Bij deze rest voeg-
den wij 2 cm® aether, zwenkten even om en pipetteer-
den er 5 cm® 0.1 N. zwavelzuur bij. Na goed schudden
werd de aether bij lage temperatuur op een kookplaat
verdampt. Op de zwavelzure oplossing kwam een vet-
achtig vliesje. Teneinde dit uit de zwavelzure oplos-
sing van de kinine te verwijderen, schudden wij deze
met een weinig petroleumaether (Kp. 40°—60°),
waarna wij de kolf even lieten staan. Er vormden zich
twee duidelijk gescheiden lagen: petroleumaether en
zwavelzuur. De petroleumaether werd — door scheef-
houden van de erlenmeyerkolf — voorzichtig afge-
schonken. De bewerking met petroleumaether werd
nog eens herhaald en tenslotte verdampten wij de nog
na af schenken achtergebleven petroleumaether op de
kookplaat. De zwavelzure oplossing was nu geheel
helder en kleurloos, en geschikt voor de bepaling van
het kininegehalte.

De geheele bewerking geschiedde dus in dezelfde
erlenmeyerkolf. Het volume der toegevoegde 5 cm®
zwavelzuur veranderde tijdens de behandeling niet,
zoodat het kininegehalte hierin gelijk aan het gehalte
in de 5 cm® bloed was.

Voor het verkrijgen van goede resultaten bij de
fluorescentiemeting is het noodzakelijk, met een
heldere en kleurlooze oplossing te werken. Om dit met

de besproken extractiemethode te bereiken, bleken de
volgende punten van belang te zijn:

1. De duur van de extractie.
Door het bepalen van het alkaloïdegehalte van kinine-
oplossingen van bekende sterkte in water en ook in
bloed, vonden wij 3 uur de meest geschikte extractie-
tijd. Door langer extraheeren van het kininehoudend
bloed kregen wij veel te lage waarden, hetgeen toege-
schreven moet worden aan de mede geëxtraheerde ver-
ontreinigingen, welke een doovende werking op het
fluorescentielicht uitoefenen. Deze doovende werking
bleek uit het volgende:

5 cm® kininevrij bloed, dat met loog behandeld was,
werd gedurende verschillende tijden geëxtraheerd. Het
residu dat overbleef na destilleeren van de chloro-
form werd met 2 cm® aether overgoten en hierbij 5 cm®
0.1 N. zwavelzuur, dat een bekende hoeveelheid kinine
bevatte, gevoegd en weer verder als boven behandeld.
Bij bepaling vonden wij de concentraties te laag (zie
tabel 4 en 5). Bij extracties welke langer dan 5 uren
duurden, was de chloroform ook herhaaldelijk geel.
Door verdere behandeling kon dan geen volkomen
kleurlooze en zelfs geen heldere zwavelzure oplossing
worden verkregen.

Om ervoor te zorgen dat de extractietijd voor alle
bepalingen dezelfde was, moesten de gebruikte toestel-
len gelijkmatig verwarmd worden. Om dit te bereiken,
maakten wij gebruik van het afgebeelde verwarmings-
oventje, waarin 8 toestellen konden worden geplaatst.

De toestellen rustten op een koperen plaat welke be-
dekt was met een asbestplaat. Hierdoor verkregen wij
een gelijkmatige verwarming. Gedurende de extractie
wees de thermometer een temperatuur van 90°—100°
aan. Door de erlenmeyerkolven af te schermen
werden de perforatoren niet warm, waardoor de chlo-
roform reeds tegen de wand condenseerde en regel-
matig op het bloed afvloeide. De hinderlijke schuim-
vorming tengevolge van het druppelen van de chloro-
form uit de koelers konden wij zoodoende vermijden.

2.nbsp;Het residu, dat overbleef na destilleeren van de
chloroform, lostte niet geheel in het verdunde zwavel-
zuur op. Dit moet worden toegeschreven aan een
laagje vetachtige substantie dat de kinine omsloot.
Daarom losten wij deze substantie eerst in aether op.
De sterk aan de glaswand hechtende kinine kon nu
gemakkelijk in het toegevoegde zwavelzuur worden
opgenomen.

3.nbsp;Het vetachtige vliesje, dat zich na verdampen
van de aether vormde, verdween meestal direct bij
schudden met de petroleumaether. Indien de oplossing
hierna nog niet helder was, werd nog eens met petro-
leumaether geschud. De behandeling met petroleum-
aether gaf geen merkbaar verlies. Dit controleerden
wij door bekende oplossingen van kininesulfaat in
zwavelzuur met petroleumaether te schudden.

Wij gebruikten petroleumaether, daar de. mengver-
houdingen verdund zwavelzuur-petroleumaether veel
gunstiger zijn dan voor andere vetoplossende middelen,

zooals aether. Ook het verdampen van de laatste rest
petroleumaether gaat gemakkelijker dan dit voor
aether het geval is.

4.nbsp;De onderdeelen van het extractietoestel moesten
onderling verbonden zijn door slijpstukken. Kurken
gaven telkens bij de extractie stoffen af, die een on-
gunstige invloed hadden op de intensiteit van het flu-
orescentielicht.

5.nbsp;Verder moet er nog aandacht geschonken wor-
den aan de soort bloed waarmede te werk gegaan
wordt. Op genoemde manier behandeld honden- of
kattenbloed gaf een zwavelzure oplossing, waarvan de
fluorescentie zwakker was dan die eener kininesulfaat-
oplossing met een concentratie van 0.05 y per cm®. Het
bleek ons echter dat wanneer wij kininevrij geiten-
bloed aldus behandelden, de tenslotte verkregen zwa-
velzure oplossing vrij sterk fluoresceerde.

Als toetsing van de uitgewerkte extractiemethode
werden ons 16 bloedmonsters gegeven om hiervan het
kininegehalte te bepalen. Als grootste toelaatbare
proeffout hadden wij 10% vastgesteld. Na opwerking
gaven slechts 2 bepalingen waarden, die buiten deze
grens lagen. De duplobepalingen hiervan klopten on-
derling echter ook niet, zoodat dit wel aan een routine-
gebrek kan worden toegeschreven.

Gemiddelde afwijking

Uit deze reeks bepalingen zien wij dat de uitge-
werkte methode geschikt is om met voldoende nauw-
keurigheid het kininegehalte in bloed te bepalen. De
waarden welke gevonden worden liggen gemiddeld 4%
te laag. De grootste afwijking is 8%.

Hier volgen nu nog eenige waarden, welke gevonden
werden bij de bovengenoemde controlebepalingen.
1. Extractiemethode toegepast op kininesulfaatop-
lossingen in water.

tabel 3.

II. Extracties van bloed, waaraan een bekende hoe-
veelheid kinine was toegevoegd en waarbij de extractie-
tijd gevarieerd werd.

tabel 4.

Wij zien uit deze tabel, dat door langer extraheeren
de resultaten slechter worden en tevens, dat extractie
korter dan 3 uren niet voldoende is.
III. Om de doovende werking der mede geëxtraheer-
de stoffen aan te toonen, werd bij bloedextract een be-
kende kininesulfaatoplossing gevoegd.

tabel s.

In de overeenstemming der procentueele fouten bij
deze bepalingen met de onder II genoemde bepalingen,
komt het ongunstig effect van te lange extractie duide-
lijk tot uiting.

HOOFDSTUK III.

DE PHARMACOLOGISCHE PROEVEN.

Nu wij door middel van de beschreven methode in
staat waren, in een klein volume bloed op een weinig
bewerkelijke manier het kininegehalte te bepalen, kon-
den wij overgaan tot het eigenlijke onderzoek.

Wij hebben de kininespiegel in het bloed vergeleken
na toediening van kininezouten langs verschillende
wegen en wel intraveneus, intramusculair en per os.
Bij de intramusculaire injectie hebben wij het effect
nagegaan van stoffen welke de oplosbaarheid van ki-
ninezouten vergrooten, zooals antipyrine en urethaan
en tevens de invloed die de pH der geinjicieerde oplos-
sing heeft op de resorptie. Bij de toediening per os
werd het verschil in resorptie van oplosbare en onop-
losbare kininezouten onderzocht en ook de stijging der
concentratie in het bloed bij vergrooten der toegedien-
de hoeveelheid kinine nagegaan.

Alvorens de resultaten van het experimenteele ge-
deelte te vermelden, zullen wij de gang van zaken bij
het verrichten der dierproeven beschrijven.

Voor intraveneuze toediening werd ongeveer 5 cm®
eener oplossing van kininechloride in de vena saphena
externa van de hond langzaam geinjicieerd. Op be-
paalde tijden hierna werden d= 12 cm® bloed afgenomen
door hartpunctie. Het bloed werd opgevangen in een
droge erlenmeyerkolf, waarin zich een weinig vast
natriumcitraat bevond. Om de stolling van het bloed

te voorkomen moest tijdens het opvangen goed omge-
zwenkt worden, zoodat het natriumcitraat snel oploste.
Wij pasten hier hartpunctie toe, omdat dit de snelste
manier (duur ongeveer een halve minuut) is om 12 cm®
bloed te verkrijgen. Immers, zooals uit de resultaten
blijkt, daalt de concentratie de eerste minuten na de
toediening zeer snel.

Voor intramusculaire toediening werd het kinine-
zout opgelost in ± 5 cm® water of physiologische
keukenzoutoplossing en zeer langzaam in de spier van
de rechter voorpoot geinjicieerd. Ook in dit geval werd
hartpunctie gedaan om het bloed af te nemen.

De toediening per os geschiedde met behulp van de
maagsonde. Het kininezout werd in 100 cm® water van
37° opgelost. Na de toediening werd nog met 50 cm®
water nagespoeld. De onoplosbare zouten werden toe-
gediend door er een suspensie in water van te maken.
Het afnemen van het bloed had op de verschillende
tijden plaats door punctie der vena saphena externa.
Het bloed druppelde uit de voor dit doel gebruikte
canule in de erlenmeyerkolf. Het duurde ongeveer 3
minuten om 12 cm® te verzamelen; daarom werd het
oogenbUk waarop de helft van het bloed was opge-
vangen als „tijd na toedieningquot; genoteerd.

Wanneer de honden meerdere malen met kinine be-
handeld werden, was de tusschentijd van de proeven
zeker een week.

Wat betreft de voeding der dieren merken wij het
volgende op. Als regel werden de dieren de avond voor
de proef om 5 uur gevoed. Waar in de tabellen vermeld

staat, dat zij gevast hebben, wil dit zeggen dat de
avond voor de proef de voeding achterwege bleef.

De volgende dierproeven werden verricht:
I. Intraveneus: 10 mg kinine per kg lichaamsge-
wicht in de vorm van:
kininechloride. Grafiek A, hond H, B, J, T.
II. Intramusculair: 10 mg kinine per kg lichaams-
gewicht in de vorm van:
kininechloride. Grafiek B, hond B, Z.
kininechloride-urethaan. Grafiek C, hond T, B.
kininechloride-antipyrine (pH 6.8). Grafiek D,

hond B, B, P.
kininechloride-antipyrine (pH 7.2). Grafiek E,

hond Q, R, P, Q, (Q.).
Solvochine. Grafiek E, hond B, T, Z, F, P.
III. Per os: 10 mg kinine per kg lichaamsgewicht in
de vorm van:

kininechloride. Grafiek G, hond B, Z, H, B.
30 mg kinine per kg lichaamsgewicht in de vorm
van:

kininechloride. Grafiek H, hond B, Z.
kininetannaat. Grafiek J, hond H, Z, H, F.
Euchinine. Grafiek K, hond H, K.
3 maal 10 mg kinine per kg lichaamsgewicht in
de vorm van:

kininechloride. Grafiek L, hond J, T.

Nu nog enkele opmerkingen over de gebruikte ki-
nine-preparaten:

Kininechloride, Hydrochloras Chinini,
C,„ H,, N, O, HCL, 2H,0.

Het bij ons onderzoek gebruikte zout had een kinine-
gehalte van 81.80%.

Euchinine, Aethylocarbonas Chinini, de ester van
koolzuur, aethyl-alkohol en kinine. Het is een in water
onoplosbare verbinding, welke dus geen bittere smaak
heeft. Het kininegehalte van het gebruikte preparaat

was 80.21% (proef K).

Kininetannaat, Tannas Chinini, het in water niet
oplosbare preparaat met een kininegehalte van 30.2%
(proef J).

Voor de intramusculaire injectie van kininezouten
worden vaak stoffen toegevoegd, die de oplosbaarheid
van het kininezout verhoogen. Een veel gebruikte com-
binatie is die van kininechloride met aethylurethaan
(proef C) of met antipyrine (proef D) in een verhou-
ding van 2 : 1 (Pharmacother. Vademecum). De pH
dezer oplossingen is 6.8. Daar men in deze lichte zuur-
graad een oorzaak zag voor de nevenwerking der
kinineoplossingen, n.1. de prikkelingsverschijnselen,
heeft men de zuurgraad aangepast aan die van het
weefselvocht. Dit is bereikt door een deel van het
kininezout te vervangen door de vrije kininebase (Sol-
vochine), of door bij het mengsel een voldoende hoe-
veelheid natronloog te voegen (volgens Vogei^En-
zang). Er wordt dan zooveel loog of kininebase toe-
gevoegd dat de oplossing een pn van 7.2 heeft.

De oplossing van kininechloride met antipyrine

(2:1) waaraan natronloog is toegevoegd om de ge-
wenschte pH te krijgen, is niet onbegrensd met water
mengbaar. Slechts bij een bepaalde natronloog-concen-
tratie is een tienvoudige verdunning mogelijk, zonder
dat hierdoor de kininebase neerslaat. Een oplossing
met een pH van 7.2, welke de gewenschte verdunning
verdraagt, heeft de volgende samenstelling:

kininechloride 30, antipyrine 15, N. natronloog 6
cm®, aq. dest. ad 100 cm®.

Deze oplossing werd door ons gebruikt (proef E.
I-V).

Solvochine wordt als volgt beschreven (Pharmaco-
ther. Vademecum) „een oplosbaar, met de lichaams-
vochten isotonisch praeparaat, waarvan de zuurgraad
7.2 is en dat 25% kinine bevat. Het bevat basisch
kinine, Hydrochloras Chinini en antipyrinequot;. (proef

F)-

Solvochine bevat in tegenstelling met de hierboven-
genoemde oplossing, die slechts 15% antipyrine heeft,
20% antipyrine.

Vogei^Enzang geeft het volgende voorschrift voor
een antipyrine-kinine-oplossing, welke het Solvochine
kan vervangen:

Hydrochloras Chinini 30, antipyrine 20, N. natron-
loog 7.5 cm®, aq. bidest. ad 100 cm®. Deze oplossing,
welke een pn heeft van 7.3, verdraagt slechts een ver-
dunning met 3 volumina water. Dit is een verschil met
Solvochine, dat veel sterker te verdunnen is. Deze
oplossing werd gebruikt in proef E. V.

Wijze van toediening: intraveneus; 10 mg kinine
per kg lichaamsgewicht als kininechlorideoplossing met
een kininegehalte van 2.5%.

grafiek a.

3.60

SS O
t

«oo

TABEL 6, curve AL
Hond H, gewicht 12.S kg.

Toegediende hoeveelheid: 5 cm^ der oplossing.

TABEL 7, curve A IL
Hond B, gewicht 15 kg.
Toegediende hoeveelheid :

6 cm3 der oplossing.

Wijze van toediening: intramusculair; 10 mg kinine
per kg lichaamsgewicht als kininechlorideoplossing met
een kininegehalte van 2.4%.

GRAFIEK B.

TABEL 10, curve B I.
Hond B, gewicht 15 kg.

Toegediende hoeveelheid : 6.3 cm^ der oplossing.

Wijze van toediening: intramusculair; 10 mg kinine
per kg lichaamsgewicht als kininechloride-urethaan-
oplossing met een kininegehalte van 2.4% en een
urethaangehalte van 1.4%.

GRAFIEK C.

e.oQ
'(.ao
j.ao
0.60

TABEL 12, curve Cl.
Hond T, gewicht 17 kg.

Toegediende hoeveelheid : 6.9 cm^ der oplossing.

Wijze van toediening: intramusculair-, 10 mg kinine
per kg lichaamsgewicht als kininechloride-antipyrine-
oplossing met een kininegehalte van 2.4% en een anti-
pyrinegehalte van 1.5%. (pn 6.8).

Wijze van toediening: intramusculair; 10 mg kinine
per kg lichaamsgewicht als kininechloride-antipyrine-
oplossing met een kininegehalte van 2.4% en een anti-
pyrinegehalte van 1.5%. (pH 7.2.). Uitgezonderd E V.
(samenstelling volgens Vogelenzang).

GRAFIEK E.

i.fti
ik^o

ï.ao
3.S0

800
1.60
l£0
0.60

OAO

lO

5 6
tabel 17, curve EI.
Hond Q, gewicht 11.5 kg.

Toegediende hoeveelheid : 4.8 cm® der oplossing.

TABEL 19, curve EHL
Hond P, gewicht 12 kg.

5 cm3 der oplossing.

TABEL 20, curve E IV.
Hond Q, gewicht 12.2 kg.

TABEL 21, curve E V.
Hond Q, gewicht 11.5 kg.

Toegediende hoeveelheid : 4.8 cm® eener oplossing gemaakt door ver-
dunnen met phys. water, van het kinine-
antipyrine mengsel volgens Vogelenzang.

Wijze van toediening: intramusculair-, 10 mg kinine
per kg lichaamsgewicht als oplossing van Solvochine
in phys. water, met kininegehalte van 2.4% en een pn
van 7.2.

GRAFIEK F.

S20

AOO

3SO
3.20

8.00
I.6Q
i.ao

TABEL 23, curve FII.
Hond T, gewicht 17 kg.

Toegediende hoeveelheid: 7 cm® der oplossing.

TABEL 25, curve FIV.
Hond F, gewicht 6.5 kg.

Toegediende hoeveelheid: 2.7 cm® der oplossing.

TABEL 26,( curve F V.
Hond P, gewicht 12 kg.

Toegediende hoeveelheid: 5 cm® der oplossing, (welke met water

verdund was).

Wijze van toediening: per os', 10 mg kinine per kg
lichaamsgewicht als kininechlorideoplossing.

GRAFIEK G.

Concentratie in bloed
Y / cm'

Gemiddeld
Y / cm'

Toegediende hoeveelheid : 183 mg kininechloride.

TABEL 29, curve GUL

Hond Z (gevast), gewicht 12.5 kg.

Toegediende hoeveelheid: 150 mg kininechloride.

TABEL 30, curve GIV.

Hond H (gevast), gewicht 14.5 kg.

Toegediende hoeveelheid: 177 mg kininechloride.